第二节 免疫细胞化学的有关技术概述
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《免疫细胞化学》
根据标记物的不同，免疫细胞化学技术可分为免疫荧光细胞化学技术，免疫酶细胞化学技术，免疫铁蛋白技术，免疫金-银细胞化学技术，亲和免疫细胞化学技术，免疫电子显微镜技术等。近些年来，核酸分子原位杂交技术采用生物素、地高辛等非放射性物质标记探针，和免疫细胞化学技术密切结合，发展为杂交免疫细胞化学技术。不同的免疫细胞化学技术，各具有独特的试剂和方法，但其基本技术方法是相似的，都包括抗休的制备，组织材料的处理、免疫染色、对照试验、显微镜观察等步骤。还有双重和多重标记技术也有重要的用途。
一、抗体的制备和配制
(一)抗体的制备
这是免疫细胞化学技术的首要试剂，必需制备具有很高特异性和敏感性的高效价抗体，这将在本书第二章中详述。目前国内外市场各种特异性抗体日益增多，许多实验室直接应用市售产品，现在我国自制抗体种类少，发展抗体生产十分必要。尤其要定位一种新的抗原物质，能够自制较好。
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(二)抗体的配制
包括抗体贮存液和抗体使用液的配制方法。新制备或购进的是原液或冻干品，抗血清为全血清，单克隆抗体是培养上清液或腹水。
1．抗体贮存获得新抗体后，应先根据生产厂家提供的抗体效价，将其分装，可每10μl或100μl/支分装入安瓿或0.25ml带盖塑料管中，密封。放入-20。C~40。C冰箱中保存备用，一般可保存1~2年。小量分装的抗体可1次用完，避免反复冻融而影响效价的降低。一般用前新鲜配制使用液体，稀释的抗体不能长时间保存，在4。C可存入1~3天，超过7天效价显著降低。
2．抗体使用液的配制这是任何免疫细胞化学方法中最重要的一环，无论是一抗、二抗和各种标记抗体，用前都必须按不同免疫染色方法和抗原性强弱与抗原的多少，稀释使用的各种抗体原液，以便获得最佳免疫染色结果。
(1)抗体最佳稀释度的测定方法：用已知阳性抗原切片，进行免疫染色，将其阳性强度与背景染色强度以“+”表示，可分为++++、+++、++、+、(-)。++++为最强阳性，+++为强阳性，++为较强阳性，+为弱阳性，(-)为阴性。
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①直接测定法：用于测定第一抗体的最佳稀释度，其它条件稳定可靠。将一抗稀释为1：50、1：100、1：2001：400、1：500等5个稀释度滴加在阳性抗原切片上，同时设一替代和阴性对照，结果如表1-1：
表 1-1 选择最佳稀释抗血清方法
一抗稀释度
特异性染色强度
非特异性背景染色度
1：50
++++
++
1：100
++++
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++
1：200
++++
++
1：400
+++
+
1：500
++
(-)
阴性对照
(-)
(-)
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从表中结果可见，第一抗体稀释到1：400时阳性结果呈强阳性，背景染色减少，其最佳稀释度在1：400~500之间。再作1：420、1：440、1：460、1：480、1：500稀释后染色，找出最佳稀释度。
②棋盘(方阵)测定方法：当测定两种以上抗体的最佳配合稀释度时，必须采用此法(见表1-2)。
表1-2 两种以上抗体最佳配合稀释度选择表
第二抗体
第 一 抗 体
1：500
1：1000
1:2000
1：4000
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1：100
++++(++)
++++(+)
+++(±)
+(-)
1：200
++++(+)
+++(-)
++(-)
++(-)
1：400
++(-)
, 百拇医药 +(-)
-
-
括号内为背景染色结果
从表中可见第一抗体1：1000，第二抗体1：2000接近最佳稀释度，
再将一 抗体作1：600、1：700、1：800、1：900和1：1000稀释，即可找出最佳稀释度。
(2)抗体稀释液的配制：常用0.01mol/L pH7.4PBS或TBS缓冲液作抗体稀释液。可用以下方法配制专用的抗体稀释液，防止抗体效价下降，减少抗体在组织上的非特异性吸附：取0.05mol/L pH7.4 TBS100ml，加温到60。C，再加入优质明胶100mg，搅拌溶解后，冷却至室温，加入1 g牛血清白蛋白，加入NaN3200mg溶解后，过滤，分装，4。C保存。
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抗体的最佳稀释度由于各种抗体的效价不同，组织中抗原强弱不一，应根据不同情况作适当的调整，以取得中等阳性稀释度为佳，因其既适合于抗原性强和含量多的标本，也可用于抗原性弱的标本。
二、组织材料的处理
组织材料的处理是获得良好免疫组织化学结果的前提，必需保证要检测的细胞或组织取材新鲜，固定及时，形态保存完好，抗原物质的抗原性不丢失、不扩散和被破坏(下节详述)。
三、免疫染色
可在细胞涂片或组织切片上进行免疫染色。一般程序是：①标记抗体与标本中抗原反应结合；②用PBS洗去未结合的成分；③直接观察结果(免疫荧光直接法)；或显色后再用显微镜观察(免疫酶直接法)。在此基础上发展出间接法，多层法，双标记法等各种方法，将在本书各有关章节内详述。
在免疫染色中应特别注意增强特异性染色，减少或消除非特异性染色。在各种免疫染色中都必须注意以下几个问题：
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1．增强特异性染色的方法
(1)蛋白酶消化法：其作用是暴露抗原，增加细胞和组织的通透性，以便抗体与抗原最大限度的结合，增强特异性染色和避免非特异性染色。这种方法已广泛用于各种免疫细胞化学染色，常用的蛋白酶有胰蛋白酶、胃蛋白酶以及链霉蛋白酶(pronase)等；也可用3mol/L尿素处理切片，达到酶消化的目的。各种酶的配制和使用方法详见附录。酶消化的时间和温度因各种抗原对消化的敏感性不同，应根据酶的活性通过预试验确定，消化的时间还与组织固定的时间有关，一般是陈旧固定组织所需时间长，以37。C为宜。消化时间短的组织可在室温中进行。消化处理时间过长能损伤组织，易使切片脱落，应使用切片粘附剂，消化时间尽量缩短。
(2)合适的抗体稀释度：抗体的浓度是免疫染色的关键，如果抗体浓度过高，抗体分子过多于抗原决定簇，可导致抗体结合减少，产生阴性结果。此阴性结果并不一定缺少抗原，而是由于抗体过量。这种现象类似于凝集反应中的前带效应(Prozone effect )。因此，必须使用一系列稀释作“棋盘式效价滴定”检测抗体的合适稀释度，以得到最大强度的特异性染色和最弱的背景染色。抗体稀释度应根据：①抗体效价高，溶液中特异性抗体浓度越高，工作稀释度越高；②一般讲，应用的抗体稀释度越大，温育时间越长。③抗体中非特异性蛋白含量、只有高稀释度时才能防止非特异性背景染色；④稀释用缓冲液的种类、标本的固定和处理过程等也可影响稀释度。所以合适的稀释度应根据自己的情况测定。抗体的稀释主要是指第一抗体，因为第一抗体中特异性抗体合适的尝试是关键,应用高稀释度第一抗体仅显示主亲和力的特异性染色反应,减少或消除其中交叉抗体反应。
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(3)温育时间：大部分抗体温育时间为30-60min，必要时可4。C过夜(约
18h)。温育的温度常用37。C，也可在室温中进行，对抗原抗体反应强的以室温为佳。37。C可增强抗原抗体反应；适用于多数抗体染色，但应注意在湿盒中进行，防止切片干燥而导致失败。
(4)多层染色法：对弱的抗原可用间接法(双层)、PAP和ABC法(三层)、四或五层PAP法或ABC法，或PAP和ABC联合染色法等，可以很大程度的提高敏感性，获得良好结果。
(5)显色增敏剂的应用，如在过氧化物酶底物中加入氯化镍，可提高显色敏感度4倍。
2．减少或消除非特异性染色的方法组织中非抗原抗体反应出现的阳性染色称为非特异性背景染色，最常见的原因是蛋白吸附于高电荷的胶元和结缔组织成分上。最有效方法是在用第一抗体前加制备第二抗体动物之非免疫血清(1：5-1：20)封闭组织上带电荷基团而除去与第一抗体非特异性结合。必要时可加入2%-5%牛血清白蛋白，可进一步减少非特异性染色。作用时间为10-20min。也可用除制备第一抗体以外的其它动物血清(非免疫的)。有
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明显溶血的血清不能用，以免产生非特异性染色。免疫荧光染色时，可用0.01%伊文氏兰(PBS溶液)稀释荧光抗体,对消除背景的非特异性荧光染色有很好的效果。当然使用特异性高、效价高的第一抗体是最重要的条件。洗涤用的缓冲液中加入0.85%~1%NaCl成为高盐溶液,充分洗涤切片,能有效的减少非特异性结合而减少背景染色。
3．显色反应的控制免疫酶染色应注意控制：①成色质浓度和温育时间可调节，增加成色质的量和/或增加底物温育时间，可增加反应产物强度。着色太深可减少温育反应时间。②过氧化物酶显色时，H2O2较大浓度将使显色反应过快而致背景加深；过量H2O2可能抑制酶的活性。
4．复染根据所用的染色方法和呈显颜色等，可选用适当的复染方法。如阳性结果呈红或棕色，则用苏木素将细胞核染成兰色，以便定位检测。也可用1%～2%甲基绿复染。
四、对照
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其目的在于证明和肯定阳性结果的特异性，排除非特异性疑问。主要是针对第一抗体对照，常用的对照方法包括：①阳性对照；②阴性对照；③阻断试验；④替代对照；⑤空白对照；⑥自身对照；⑦吸收试验。
(一)阳性对照
用已知抗原阳性的切片与待检标本同时进行免疫细胞化学染色，对照切片应呈阳性结果，称为阳性对照。证明全过程均符合要求，尤其当待检标本呈阴性结果时，阳性对照尤为重要。
(二)阴性对照
用确证不含已知抗原的标本作对照，应呈阴性结果，称阴性对照，是阴性对照的一种。其实空白、替代、吸收和抑制试验都属阴性对照。当待检标本呈阳性结果时，阴性对照就更加重要，用以排除假阳性。对照的具体方法步骤，在有关章节详述。
五、免疫细胞化学结果的判断
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对免疫细胞化学结果的判断应持科学的慎重态度，要准确判断阳性和阴性，排除假阳性和假阴性结果，必须严格对照实验，对新发现的阳性结果，除有对照试验结果之外，应进行多次重复实验，要求用几种方法进行验证，如用PAP法阳性，可再用ABC法验证。必须学会判断特异性染色和非特异性染色，对初学者更为重要，否则会得出不科学的结论。特异性染色与非特异性染色的鉴别点主要在于特异性反应产物常分布于特定的部位，如胞浆内，也有分布在细胞核和细胞表面的，即具有结构性。特异性染色表现为在同一切片上呈现不同程度的阳性染色结果。非特异性染色表现为无一定的分布规律，常为某一部位成片的均匀着色，细胞和周围的结缔组织均无区别的着色，或结缔组织呈现很强的染色。非特异性染色常出现在干燥切片的边缘，有刀痕或组织折叠的部位。在过大的组织块，中心固定不良也会导致非特异性染色。有时可见非特异性染色和特异性染色同时存在，由于过强的非特异性染色背景不但影响对特异性染色结果的观察和记录，而且令人对其特异性结果产生怀疑。
(一)阳性细胞的染色特征
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免疫细胞化学的呈色深浅可反映抗原存在的数量，可作为定性、定位和定量的依据。
(1)阳性细胞染色分布有三种类型：①胞浆；②细胞核；③细胞膜表面。大部分抗原见于细胞浆，可见于整个胞浆或部分胞浆。
(2)阳性细胞分布可分为烟性和弥漫性。
(3)由于细胞内含抗原量的不同，所以染色强度不一。如果细胞之间染色强度相同，常提示其反应为非特异性。
(4)阳性细胞染色定位于细胞，且与阴性细胞相互交杂分布；而非特异性染色常不限于单个细胞，而是累及一片细胞。
(5)切片边缘、刀痕或皱折区域，坏死或挤压的细胞区，胶原结缔组织等，常表现为相同的阳性染色强度，不能用于判断阳性。
(二)染色失败的几种原因
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(1)所染的全部切片均为阴性结果：包括阳性对照在内，全部呈阴性反应，原因可能是：①染色未严格按操作步骤进行；②漏加一种抗体，或抗体失效；③缓冲液内含叠氮化钠，抑制了酶的活性；④底物中所加H2O2量少或失效；⑤复染或脱水剂使用不当。
(2)所有切片均呈弱阳性反应：①切片在染色过程中抗体过浓，或干燥了；②缓冲液配制中未加氯化钠和pH值不准确，洗涤不彻底；③使用已变色的呈色底物溶液，或呈色反应时间过长；④抗体温育的时间过长；⑤H2O2浓度过高，呈色速度过快；⑥粘附剂太厚。
(3)所有切片背景过深；①未用酶消化处理切片；②切片或涂片过厚；③漂洗不够；④底物呈色反应过久；⑤蛋白质封闭不够或所用血清溶血；⑥使用全血清抗体稀释不够。
(4)阳性对照染色良好，检测的阳性标本呈阴性反应，固定和处理不当是最常见的原因。
对于阳性结果的定量判断常规方法是根据呈色深浅和阳性细胞数量分类计数，以(-)、+、++、+++等分级和计数统计。现在已采用图象分析计量，本书第九章将详细叙述这种使免疫细胞化学的定量成为可能的先进的形态定量方法。另外，第十章将详细途述另一种先进的免疫细胞化学计量分类术－流式细胞光度计技术。, http://www.100md.com
一、抗体的制备和配制
(一)抗体的制备
这是免疫细胞化学技术的首要试剂，必需制备具有很高特异性和敏感性的高效价抗体，这将在本书第二章中详述。目前国内外市场各种特异性抗体日益增多，许多实验室直接应用市售产品，现在我国自制抗体种类少，发展抗体生产十分必要。尤其要定位一种新的抗原物质，能够自制较好。
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(二)抗体的配制
包括抗体贮存液和抗体使用液的配制方法。新制备或购进的是原液或冻干品，抗血清为全血清，单克隆抗体是培养上清液或腹水。
1．抗体贮存获得新抗体后，应先根据生产厂家提供的抗体效价，将其分装，可每10μl或100μl/支分装入安瓿或0.25ml带盖塑料管中，密封。放入-20。C~40。C冰箱中保存备用，一般可保存1~2年。小量分装的抗体可1次用完，避免反复冻融而影响效价的降低。一般用前新鲜配制使用液体，稀释的抗体不能长时间保存，在4。C可存入1~3天，超过7天效价显著降低。
2．抗体使用液的配制这是任何免疫细胞化学方法中最重要的一环，无论是一抗、二抗和各种标记抗体，用前都必须按不同免疫染色方法和抗原性强弱与抗原的多少，稀释使用的各种抗体原液，以便获得最佳免疫染色结果。
(1)抗体最佳稀释度的测定方法：用已知阳性抗原切片，进行免疫染色，将其阳性强度与背景染色强度以“+”表示，可分为++++、+++、++、+、(-)。++++为最强阳性，+++为强阳性，++为较强阳性，+为弱阳性，(-)为阴性。
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①直接测定法：用于测定第一抗体的最佳稀释度，其它条件稳定可靠。将一抗稀释为1：50、1：100、1：2001：400、1：500等5个稀释度滴加在阳性抗原切片上，同时设一替代和阴性对照，结果如表1-1：
表 1-1 选择最佳稀释抗血清方法
一抗稀释度
特异性染色强度
非特异性背景染色度
1：50
++++
++
1：100
++++
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++
1：200
++++
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1：400
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阴性对照
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从表中结果可见，第一抗体稀释到1：400时阳性结果呈强阳性，背景染色减少，其最佳稀释度在1：400~500之间。再作1：420、1：440、1：460、1：480、1：500稀释后染色，找出最佳稀释度。
②棋盘(方阵)测定方法：当测定两种以上抗体的最佳配合稀释度时，必须采用此法(见表1-2)。
表1-2 两种以上抗体最佳配合稀释度选择表
第二抗体
第 一 抗 体
1：500
1：1000
1:2000
1：4000
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1：100
++++(++)
++++(+)
+++(±)
+(-)
1：200
++++(+)
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括号内为背景染色结果
从表中可见第一抗体1：1000，第二抗体1：2000接近最佳稀释度，
再将一 抗体作1：600、1：700、1：800、1：900和1：1000稀释，即可找出最佳稀释度。
(2)抗体稀释液的配制：常用0.01mol/L pH7.4PBS或TBS缓冲液作抗体稀释液。可用以下方法配制专用的抗体稀释液，防止抗体效价下降，减少抗体在组织上的非特异性吸附：取0.05mol/L pH7.4 TBS100ml，加温到60。C，再加入优质明胶100mg，搅拌溶解后，冷却至室温，加入1 g牛血清白蛋白，加入NaN3200mg溶解后，过滤，分装，4。C保存。
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抗体的最佳稀释度由于各种抗体的效价不同，组织中抗原强弱不一，应根据不同情况作适当的调整，以取得中等阳性稀释度为佳，因其既适合于抗原性强和含量多的标本，也可用于抗原性弱的标本。
二、组织材料的处理
组织材料的处理是获得良好免疫组织化学结果的前提，必需保证要检测的细胞或组织取材新鲜，固定及时，形态保存完好，抗原物质的抗原性不丢失、不扩散和被破坏(下节详述)。
三、免疫染色
可在细胞涂片或组织切片上进行免疫染色。一般程序是：①标记抗体与标本中抗原反应结合；②用PBS洗去未结合的成分；③直接观察结果(免疫荧光直接法)；或显色后再用显微镜观察(免疫酶直接法)。在此基础上发展出间接法，多层法，双标记法等各种方法，将在本书各有关章节内详述。
在免疫染色中应特别注意增强特异性染色，减少或消除非特异性染色。在各种免疫染色中都必须注意以下几个问题：
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1．增强特异性染色的方法
(1)蛋白酶消化法：其作用是暴露抗原，增加细胞和组织的通透性，以便抗体与抗原最大限度的结合，增强特异性染色和避免非特异性染色。这种方法已广泛用于各种免疫细胞化学染色，常用的蛋白酶有胰蛋白酶、胃蛋白酶以及链霉蛋白酶(pronase)等；也可用3mol/L尿素处理切片，达到酶消化的目的。各种酶的配制和使用方法详见附录。酶消化的时间和温度因各种抗原对消化的敏感性不同，应根据酶的活性通过预试验确定，消化的时间还与组织固定的时间有关，一般是陈旧固定组织所需时间长，以37。C为宜。消化时间短的组织可在室温中进行。消化处理时间过长能损伤组织，易使切片脱落，应使用切片粘附剂，消化时间尽量缩短。
(2)合适的抗体稀释度：抗体的浓度是免疫染色的关键，如果抗体浓度过高，抗体分子过多于抗原决定簇，可导致抗体结合减少，产生阴性结果。此阴性结果并不一定缺少抗原，而是由于抗体过量。这种现象类似于凝集反应中的前带效应(Prozone effect )。因此，必须使用一系列稀释作“棋盘式效价滴定”检测抗体的合适稀释度，以得到最大强度的特异性染色和最弱的背景染色。抗体稀释度应根据：①抗体效价高，溶液中特异性抗体浓度越高，工作稀释度越高；②一般讲，应用的抗体稀释度越大，温育时间越长。③抗体中非特异性蛋白含量、只有高稀释度时才能防止非特异性背景染色；④稀释用缓冲液的种类、标本的固定和处理过程等也可影响稀释度。所以合适的稀释度应根据自己的情况测定。抗体的稀释主要是指第一抗体，因为第一抗体中特异性抗体合适的尝试是关键,应用高稀释度第一抗体仅显示主亲和力的特异性染色反应,减少或消除其中交叉抗体反应。
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(3)温育时间：大部分抗体温育时间为30-60min，必要时可4。C过夜(约
18h)。温育的温度常用37。C，也可在室温中进行，对抗原抗体反应强的以室温为佳。37。C可增强抗原抗体反应；适用于多数抗体染色，但应注意在湿盒中进行，防止切片干燥而导致失败。
(4)多层染色法：对弱的抗原可用间接法(双层)、PAP和ABC法(三层)、四或五层PAP法或ABC法，或PAP和ABC联合染色法等，可以很大程度的提高敏感性，获得良好结果。
(5)显色增敏剂的应用，如在过氧化物酶底物中加入氯化镍，可提高显色敏感度4倍。
2．减少或消除非特异性染色的方法组织中非抗原抗体反应出现的阳性染色称为非特异性背景染色，最常见的原因是蛋白吸附于高电荷的胶元和结缔组织成分上。最有效方法是在用第一抗体前加制备第二抗体动物之非免疫血清(1：5-1：20)封闭组织上带电荷基团而除去与第一抗体非特异性结合。必要时可加入2%-5%牛血清白蛋白，可进一步减少非特异性染色。作用时间为10-20min。也可用除制备第一抗体以外的其它动物血清(非免疫的)。有
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明显溶血的血清不能用，以免产生非特异性染色。免疫荧光染色时，可用0.01%伊文氏兰(PBS溶液)稀释荧光抗体,对消除背景的非特异性荧光染色有很好的效果。当然使用特异性高、效价高的第一抗体是最重要的条件。洗涤用的缓冲液中加入0.85%~1%NaCl成为高盐溶液,充分洗涤切片,能有效的减少非特异性结合而减少背景染色。
3．显色反应的控制免疫酶染色应注意控制：①成色质浓度和温育时间可调节，增加成色质的量和/或增加底物温育时间，可增加反应产物强度。着色太深可减少温育反应时间。②过氧化物酶显色时，H2O2较大浓度将使显色反应过快而致背景加深；过量H2O2可能抑制酶的活性。
4．复染根据所用的染色方法和呈显颜色等，可选用适当的复染方法。如阳性结果呈红或棕色，则用苏木素将细胞核染成兰色，以便定位检测。也可用1%～2%甲基绿复染。
四、对照
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其目的在于证明和肯定阳性结果的特异性，排除非特异性疑问。主要是针对第一抗体对照，常用的对照方法包括：①阳性对照；②阴性对照；③阻断试验；④替代对照；⑤空白对照；⑥自身对照；⑦吸收试验。
(一)阳性对照
用已知抗原阳性的切片与待检标本同时进行免疫细胞化学染色，对照切片应呈阳性结果，称为阳性对照。证明全过程均符合要求，尤其当待检标本呈阴性结果时，阳性对照尤为重要。
(二)阴性对照
用确证不含已知抗原的标本作对照，应呈阴性结果，称阴性对照，是阴性对照的一种。其实空白、替代、吸收和抑制试验都属阴性对照。当待检标本呈阳性结果时，阴性对照就更加重要，用以排除假阳性。对照的具体方法步骤，在有关章节详述。
五、免疫细胞化学结果的判断
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对免疫细胞化学结果的判断应持科学的慎重态度，要准确判断阳性和阴性，排除假阳性和假阴性结果，必须严格对照实验，对新发现的阳性结果，除有对照试验结果之外，应进行多次重复实验，要求用几种方法进行验证，如用PAP法阳性，可再用ABC法验证。必须学会判断特异性染色和非特异性染色，对初学者更为重要，否则会得出不科学的结论。特异性染色与非特异性染色的鉴别点主要在于特异性反应产物常分布于特定的部位，如胞浆内，也有分布在细胞核和细胞表面的，即具有结构性。特异性染色表现为在同一切片上呈现不同程度的阳性染色结果。非特异性染色表现为无一定的分布规律，常为某一部位成片的均匀着色，细胞和周围的结缔组织均无区别的着色，或结缔组织呈现很强的染色。非特异性染色常出现在干燥切片的边缘，有刀痕或组织折叠的部位。在过大的组织块，中心固定不良也会导致非特异性染色。有时可见非特异性染色和特异性染色同时存在，由于过强的非特异性染色背景不但影响对特异性染色结果的观察和记录，而且令人对其特异性结果产生怀疑。
(一)阳性细胞的染色特征
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免疫细胞化学的呈色深浅可反映抗原存在的数量，可作为定性、定位和定量的依据。
(1)阳性细胞染色分布有三种类型：①胞浆；②细胞核；③细胞膜表面。大部分抗原见于细胞浆，可见于整个胞浆或部分胞浆。
(2)阳性细胞分布可分为烟性和弥漫性。
(3)由于细胞内含抗原量的不同，所以染色强度不一。如果细胞之间染色强度相同，常提示其反应为非特异性。
(4)阳性细胞染色定位于细胞，且与阴性细胞相互交杂分布；而非特异性染色常不限于单个细胞，而是累及一片细胞。
(5)切片边缘、刀痕或皱折区域，坏死或挤压的细胞区，胶原结缔组织等，常表现为相同的阳性染色强度，不能用于判断阳性。
(二)染色失败的几种原因
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(1)所染的全部切片均为阴性结果：包括阳性对照在内，全部呈阴性反应，原因可能是：①染色未严格按操作步骤进行；②漏加一种抗体，或抗体失效；③缓冲液内含叠氮化钠，抑制了酶的活性；④底物中所加H2O2量少或失效；⑤复染或脱水剂使用不当。
(2)所有切片均呈弱阳性反应：①切片在染色过程中抗体过浓，或干燥了；②缓冲液配制中未加氯化钠和pH值不准确，洗涤不彻底；③使用已变色的呈色底物溶液，或呈色反应时间过长；④抗体温育的时间过长；⑤H2O2浓度过高，呈色速度过快；⑥粘附剂太厚。
(3)所有切片背景过深；①未用酶消化处理切片；②切片或涂片过厚；③漂洗不够；④底物呈色反应过久；⑤蛋白质封闭不够或所用血清溶血；⑥使用全血清抗体稀释不够。
(4)阳性对照染色良好，检测的阳性标本呈阴性反应，固定和处理不当是最常见的原因。
对于阳性结果的定量判断常规方法是根据呈色深浅和阳性细胞数量分类计数，以(-)、+、++、+++等分级和计数统计。现在已采用图象分析计量，本书第九章将详细叙述这种使免疫细胞化学的定量成为可能的先进的形态定量方法。另外，第十章将详细途述另一种先进的免疫细胞化学计量分类术－流式细胞光度计技术。, http://www.100md.com