降钙素基因相关肽对缺氧状态下培养的血管内皮细胞的影响
俞世强 任雨笙 汪钢 汤朝武 马挺光 刘维永
摘 要: 目的 观察不同浓度的降钙素基因相关肽(CGRP)对缺氧状态下人脐静脉血管内皮细胞的影响. 方法 用培养的人脐静脉血管内皮细胞建立缺氧模型，观察血管内皮细胞在缺氧状态下细胞膜流动性， 51铬释放率，台芬蓝摄取率和细胞内钙，镁含量的变化以及1×10-9，1×10-8，1×10-7 mol.L-1 CGRP对血管内皮细胞的影响. 结果 1×10-9，1×10-8，1×10-7 mol.L-1 CGRP可降低缺氧120 min时细胞膜流动性， 51铬释放率，台芬蓝摄取率及减少细胞内镁的丢失，1×10-8 mol.L-1 CGRP的效果最好. 结论 CGRP对血管内皮细胞缺氧损伤具有直接保护作用，在一定范围内存在浓度效应关系.
, 百拇医药
关键词：内皮细胞；缺氧；降钙素基因相关肽；细胞膜流动性
0 引言
降钙素基因相关肽(calcitonin gene related peptide, CGRP)是广泛分布于心血管系统的神经多肽，具有强心、扩张血管等作用[1]，CGRP还可作为一种局部因子刺激血管内皮细胞的增殖[2]. 我们将培养的人脐静脉血管内皮细胞造成缺氧环境，观察血管内皮细胞在缺氧状态下细胞膜流动性、51铬释放率、台芬蓝摄取率和细胞内钙、镁含量的变化以及不同浓度的CGRP对血管内皮细胞的影响.
1 材料和方法
1.1 材料 无菌取新生儿脐带，采用张保庚等[3]的方法进行人脐静脉血管内皮细胞的原代及传代培养，根据培养的细胞呈单层铺路石状排列和免疫荧光法第Ⅷ因子阳性鉴定为血管内皮细胞. 取稳定生长的第6～12代细胞按2×109*L-1内皮细胞的密度取3 mL悬液接种于250 mL培养瓶中，待细胞贴壁生长后供实验用. 将培养的血管内皮细胞加入预先充氮饱和的D-Hanks液0.6 mL，于培养瓶中充入氮气以置换瓶中的空气，胶塞封口，微量气体分析仪检测瓶中PO2<2 kPa，将密闭的培养瓶放入CO2孵箱，于缺氧环境中孵育内皮细胞120 min造成内皮细胞的缺氧.
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1.2 方法 对照组，于上述条件下培养内皮细胞，造成细胞的缺氧. CGRP组，用D-Hanks液将h-CGRP (Peninsular Lab, 美国)稀释为1×10-9，1×10-8，1×10-7 mol*L-1，将不同浓度的CGRP加入培养瓶中，于对照组相同条件下培养内皮细胞，分别于缺氧前、缺氧120 min时采集标本检测，各组实验重复8次.
1.2.1 内皮细胞膜流动性的测定 用胰酶将内皮细胞从培养瓶内消化下来后，用PBS调成1×109个*L-1细胞悬液，取3 mL细胞悬液加入2×10-6 μmol*L-1的1.6二苯基1.6-已三烯(DPH)(Sigma) 1 mL，37℃水浴30 min，在日立850型荧光分光光度计(日立公司)上测其荧光偏振光密度，由公式[4]求出η值，η为微粘度，膜流动性用η表示，η值越小，膜流动性越大.
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1.2.2 51铬释放率的测定 将含3.7×107 Bq*L-1 51铬酸钠(北京原子能研究所)的培养基加入培养瓶中，置于CO2孵箱孵育16～18 h，分别将培养液、内皮细胞移入不同的试管中，用D-Hanks液使其终体积为1.6 mL，并用D-Hanks液作空白对照. 在γ-单道能谱仪(国营261厂，成都)上分别测定三者的cpm值，按公式求出：51铬释放率=B-C/A+B-C×100%，其中A，B，C分别为内皮细胞、培养液和空白对照的cpm值.
1.2.3 台芬蓝摄取率的测定 用胰酶将内皮细胞从培养瓶内消化下来，加入40 g*L-1台芬蓝，于37℃ CO2孵箱中孵育3 min，分别计数蓝染及未蓝染细胞，求得台芬蓝摄取率.
1.2.4 内皮细胞内钙、镁含量的测定 内皮细胞用60 g*L-1 NaOH消化后，在日立180Zeeman型原子吸收光光谱仪(日立公司)上测定细胞钙、镁含量，按Lowry等[5]法测定细胞蛋白含量，细胞内钙、镁含量用mg*g-1表示.
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统计学处理： 数据以X±s表示，用SPLM软件包中方差分析做显著性检验.
表1 降钙素基因相关肽对缺氧120 min血管内皮细胞的影响
Tab 1 Effect of CGRP on endothelial cells 120 min after anoxia (n=8, X±s)
Indicator
Anoxia
Control
c(CGRP)/mol*L-1
1×10-9
1×10-8
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1×10-7
Membrane fluidity (η)
Pre
2.01±0.11
1.92±0.14
1.97±0.14
1.95±0.06
Post
1.68±0.08b
1.78±0.10bc
1.88±0.07d
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1.83±0.07ad
Rate of 51Cr release/%
Pre
7.07±0.39
7.16±0.15
7.35±0.34
7.42±0.57
Post
11.87±0.46b
11.85±0.43bc
, 百拇医药 9.21±0.87bd
10.14±1.45ad
Uptake rate of trypan-blue/%
Pre
4.20±0.73
4.31±0.11
4.27±1.00
4.34±0.41
Post
4.65±0.94
4.63±0.45
, 百拇医药
4.45±0.58
4.51±0.84
ω(calcium)/(mg*g-1)
Pre
1.08±0.34
1.04±0.11
1.10±0.12
1.12±0.21
Post
0.89±0.11
0.91±0.07
, 百拇医药
0.98±0.06
0.94±0.23
ω(magnesium)/(mg*g-1)
Pre
2.71±0.21
2.73±0.21
2.74±0.62
2.77±0.17
Post
2.03±0.13b
2.25±0.16bc
, 百拇医药
2.52±0.25d
2.41±0.22ad
aP<0.05, bP<0.01 vs preanoxia; cP<0.05, dP<0.01 vs control.2 结果
对照组，缺氧120 min时， 细胞膜流动性之微粘度， 细胞内镁含量较缺氧前明显下降(P<0.01), 51铬释放率较缺氧前明显增高(P<0.01), 细胞内钙含量和台芬蓝摄取率与缺氧前无明显差别. CGRP组，缺氧120 min时3种不同浓度CGRP组的细胞膜流动性的微粘度η值均较缺氧前有不同程度的下降，但均高于对照组，其中1×10-8，1×10-7 mol*L-1 CGRP组与对照组相比明显增高(P<0.05, P<0.01). 缺氧前3种浓度的CGRP组其51铬释放率与对照组无明显差别，缺氧120 min时1×10-8，1×10-7 mol*L-1 CGRP组明显低于对照组，以1×10-8 mol*L-1 CGRP组降低最为明显. 缺氧前及缺氧120 min 3种不同浓度CGRP组的台芬蓝摄取率和细胞内钙含量与对照组相比无明显变化. 缺氧前3种不同浓度CGRP组的细胞内镁含量与对照组相比无明显差别，缺氧120 min时，3种浓度的CGRP组较缺氧前略有降低，均高于对照组，其中1×10-8 mol*L-1 CGRP组升高最为明显(P<0.01, Tab 1).
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3 讨论
血管内皮细胞广泛分布于全身血管腔的表面，血管内皮细胞结构和功能的完整对维持机体正常生理和新陈代谢等方面均有重要意义. 本实验结果发现，缺氧可引起血管内皮细胞膜流动性的升高，而作为细胞膜损伤标志的51铬释放率在缺氧时也明显增高，表现出一致性，缺氧120 min并未引起台芬蓝摄取率的明显升高. 细胞膜为液态双层膜，正常的细胞功能活动要求适度的膜流动性，膜流动性明显增高或降低都将影响细胞正常的活动. 细胞缺氧时ATP减少，细胞膜上酶活性降低，严重缺氧时对细胞膜损害可引起膜功能或结构的改变，从而引起膜流动性的改变，同样膜流动性的改变也影响细胞的结构与功能. 51铬释放率是细胞膜损伤的一个重要标志，它的升高提示细胞膜损伤及膜通透性的增高. 由于台芬蓝不能穿过活细胞，台芬蓝摄取率可反映细胞的死亡率，提示一定程度的缺氧并不引起细胞的死亡.
CGRP可明显降低缺氧时血管内皮细胞的膜流动性和51铬释放率，且呈现出一种浓度效应关系，以1×10-8 mol*L-1 CGRP对内皮细胞缺氧损伤的保护效应最好. 实验结果还显示，内皮细胞缺氧时细胞内钙含量与缺氧前相比无明显下降，而镁含量则明显下降，CGRP可明显减少缺氧时镁的丢失，同时也存在一种浓度效应关系. 钙离子在细胞生理活动、病理损伤过程中起着重要的作用，镁离子与细胞代谢、离子转运等密切相关. 实验结果表明：缺氧可引起血管内皮细胞结构或功能的改变，细胞膜流动性增加、膜通透性增高，同时伴有细胞内镁离子的丢失，从而引起血管内皮细胞功能及结构的损害，但在本实验中细胞内钙含量及台芬蓝摄取率与上述变化未显示出一致同步性改变，提示一定程度的缺氧可使内皮细胞结构或功能出现变化，而不引起细胞的死亡，同时在缺氧期并不出现细胞内钙离子的大量丢失. CGRP对血管内皮细胞缺氧损伤具有保护作用,可降低细胞的膜流动性及细胞的膜通透性，减少细胞内镁离子的丢失，显示CGRP具有细胞膜稳定作用[6]，这种保护作用呈现出浓度效应关系，以1×10-8 mol*L-1 CGRP效果最好. 缺氧时CGRP减少镁离子的丢失，这可能与镁参与细胞膜上功能基团、酶的活动以及镁在细胞内的分布，特别是CGRP的膜稳定作用有关. 在一定程度的缺氧状态下细胞膜结构和功能受到损伤， 但当细胞无大量死亡时， 并无细胞内钙的大量丢失. CGRP具有强大的扩张血管、 调节血管内皮细胞的功能状态等作用[7]， 对血管内皮细胞缺氧损伤还具有直接保护作用，这种直接保护作用除与CGRP对细胞的膜稳定作用外，可能还有其他机制的参与，还需要进一步研究.
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作者简介:俞世强(1962-)， 男(汉族)， 浙江省嵊州市人. 博士， 副主任医师， 副教授.
Tel.(029)3373938 Email. yushiqiang@oculist.com
俞世强(第四军医大学西京医院心血管外科中心)
任雨笙(第四军医大学西京医院烧伤科)
汪钢(第四军医大学西京医院心血管外科中心)
汤朝武(第四军医大学西京医院心脏内科，陕西 西安 710033)
马挺光(第二军医大学长征医院心脏内科，上海 200003)
刘维永(第四军医大学西京医院心血管外科中心)
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参考文献：
[1] Marshall I, AL-Kaxwin SJ, Roberts PW et al. Cardiovascular effects of human and rat CGRP compared in rat and other special [J]. Eur J Pharm, 1986; 123(2):207-216.
[2] Haegerstrand A, Dalsgaard CJ, Jonzon B et al. Calcitonin gene-related peptide stimulates proliferation of human endothelial cells [J]. Proc Natl Acad Sci USA， 1990;87(9):3299-3303.
[3] 张宝庚，陈铁镇，张晶范et al. 人脐静脉及大鼠主动脉内皮细胞的培养[J]. 中华心血管病杂志，1985; 13(1):52-54.
, http://www.100md.com
[4] 余竹元，汤钊猷，薛 敏et al.脉塞通对人红细胞膜流动性的影响[J]. 上海医科大学学报,1986;13(2):141-145.
[5] Lowry OH, Roseberough NJ, Farr AL et al. Protein measurement with folin phenol-reagent [J]. J Bio Chem, 1951;193(1):265-275.
[6] Ren YS, Ma TG, Wang HB et al. Membrane fluidity changes in myocardial cells following sever hypoxia and simulated reperfusion and effects of calcitonin gene-related peptide [J]. Med Sci Res, 1993; 21(17);627-628.
[7] Bakken IJ, Vincent MB, Sjaavaag I et al. Vasodilation in por-cine ophthalmic artery: Peptide interaction with acetylcholine and endothelial dependance [J]. Neuropeptides, 1995; 29(2):69-75., http://www.100md.com(降钙素基因相关肽对缺氧状态下培养的血管内皮细胞的影响)
摘 要: 目的 观察不同浓度的降钙素基因相关肽(CGRP)对缺氧状态下人脐静脉血管内皮细胞的影响. 方法 用培养的人脐静脉血管内皮细胞建立缺氧模型，观察血管内皮细胞在缺氧状态下细胞膜流动性， 51铬释放率，台芬蓝摄取率和细胞内钙，镁含量的变化以及1×10-9，1×10-8，1×10-7 mol.L-1 CGRP对血管内皮细胞的影响. 结果 1×10-9，1×10-8，1×10-7 mol.L-1 CGRP可降低缺氧120 min时细胞膜流动性， 51铬释放率，台芬蓝摄取率及减少细胞内镁的丢失，1×10-8 mol.L-1 CGRP的效果最好. 结论 CGRP对血管内皮细胞缺氧损伤具有直接保护作用，在一定范围内存在浓度效应关系.
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关键词：内皮细胞；缺氧；降钙素基因相关肽；细胞膜流动性
0 引言
降钙素基因相关肽(calcitonin gene related peptide, CGRP)是广泛分布于心血管系统的神经多肽，具有强心、扩张血管等作用[1]，CGRP还可作为一种局部因子刺激血管内皮细胞的增殖[2]. 我们将培养的人脐静脉血管内皮细胞造成缺氧环境，观察血管内皮细胞在缺氧状态下细胞膜流动性、51铬释放率、台芬蓝摄取率和细胞内钙、镁含量的变化以及不同浓度的CGRP对血管内皮细胞的影响.
1 材料和方法
1.1 材料 无菌取新生儿脐带，采用张保庚等[3]的方法进行人脐静脉血管内皮细胞的原代及传代培养，根据培养的细胞呈单层铺路石状排列和免疫荧光法第Ⅷ因子阳性鉴定为血管内皮细胞. 取稳定生长的第6～12代细胞按2×109*L-1内皮细胞的密度取3 mL悬液接种于250 mL培养瓶中，待细胞贴壁生长后供实验用. 将培养的血管内皮细胞加入预先充氮饱和的D-Hanks液0.6 mL，于培养瓶中充入氮气以置换瓶中的空气，胶塞封口，微量气体分析仪检测瓶中PO2<2 kPa，将密闭的培养瓶放入CO2孵箱，于缺氧环境中孵育内皮细胞120 min造成内皮细胞的缺氧.
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1.2 方法 对照组，于上述条件下培养内皮细胞，造成细胞的缺氧. CGRP组，用D-Hanks液将h-CGRP (Peninsular Lab, 美国)稀释为1×10-9，1×10-8，1×10-7 mol*L-1，将不同浓度的CGRP加入培养瓶中，于对照组相同条件下培养内皮细胞，分别于缺氧前、缺氧120 min时采集标本检测，各组实验重复8次.
1.2.1 内皮细胞膜流动性的测定 用胰酶将内皮细胞从培养瓶内消化下来后，用PBS调成1×109个*L-1细胞悬液，取3 mL细胞悬液加入2×10-6 μmol*L-1的1.6二苯基1.6-已三烯(DPH)(Sigma) 1 mL，37℃水浴30 min，在日立850型荧光分光光度计(日立公司)上测其荧光偏振光密度，由公式[4]求出η值，η为微粘度，膜流动性用η表示，η值越小，膜流动性越大.
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1.2.2 51铬释放率的测定 将含3.7×107 Bq*L-1 51铬酸钠(北京原子能研究所)的培养基加入培养瓶中，置于CO2孵箱孵育16～18 h，分别将培养液、内皮细胞移入不同的试管中，用D-Hanks液使其终体积为1.6 mL，并用D-Hanks液作空白对照. 在γ-单道能谱仪(国营261厂，成都)上分别测定三者的cpm值，按公式求出：51铬释放率=B-C/A+B-C×100%，其中A，B，C分别为内皮细胞、培养液和空白对照的cpm值.
1.2.3 台芬蓝摄取率的测定 用胰酶将内皮细胞从培养瓶内消化下来，加入40 g*L-1台芬蓝，于37℃ CO2孵箱中孵育3 min，分别计数蓝染及未蓝染细胞，求得台芬蓝摄取率.
1.2.4 内皮细胞内钙、镁含量的测定 内皮细胞用60 g*L-1 NaOH消化后，在日立180Zeeman型原子吸收光光谱仪(日立公司)上测定细胞钙、镁含量，按Lowry等[5]法测定细胞蛋白含量，细胞内钙、镁含量用mg*g-1表示.
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统计学处理： 数据以X±s表示，用SPLM软件包中方差分析做显著性检验.
表1 降钙素基因相关肽对缺氧120 min血管内皮细胞的影响
Tab 1 Effect of CGRP on endothelial cells 120 min after anoxia (n=8, X±s)
Indicator
Anoxia
Control
c(CGRP)/mol*L-1
1×10-9
1×10-8
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1×10-7
Membrane fluidity (η)
Pre
2.01±0.11
1.92±0.14
1.97±0.14
1.95±0.06
Post
1.68±0.08b
1.78±0.10bc
1.88±0.07d
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1.83±0.07ad
Rate of 51Cr release/%
Pre
7.07±0.39
7.16±0.15
7.35±0.34
7.42±0.57
Post
11.87±0.46b
11.85±0.43bc
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10.14±1.45ad
Uptake rate of trypan-blue/%
Pre
4.20±0.73
4.31±0.11
4.27±1.00
4.34±0.41
Post
4.65±0.94
4.63±0.45
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4.45±0.58
4.51±0.84
ω(calcium)/(mg*g-1)
Pre
1.08±0.34
1.04±0.11
1.10±0.12
1.12±0.21
Post
0.89±0.11
0.91±0.07
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0.98±0.06
0.94±0.23
ω(magnesium)/(mg*g-1)
Pre
2.71±0.21
2.73±0.21
2.74±0.62
2.77±0.17
Post
2.03±0.13b
2.25±0.16bc
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2.52±0.25d
2.41±0.22ad
aP<0.05, bP<0.01 vs preanoxia; cP<0.05, dP<0.01 vs control.2 结果
对照组，缺氧120 min时， 细胞膜流动性之微粘度， 细胞内镁含量较缺氧前明显下降(P<0.01), 51铬释放率较缺氧前明显增高(P<0.01), 细胞内钙含量和台芬蓝摄取率与缺氧前无明显差别. CGRP组，缺氧120 min时3种不同浓度CGRP组的细胞膜流动性的微粘度η值均较缺氧前有不同程度的下降，但均高于对照组，其中1×10-8，1×10-7 mol*L-1 CGRP组与对照组相比明显增高(P<0.05, P<0.01). 缺氧前3种浓度的CGRP组其51铬释放率与对照组无明显差别，缺氧120 min时1×10-8，1×10-7 mol*L-1 CGRP组明显低于对照组，以1×10-8 mol*L-1 CGRP组降低最为明显. 缺氧前及缺氧120 min 3种不同浓度CGRP组的台芬蓝摄取率和细胞内钙含量与对照组相比无明显变化. 缺氧前3种不同浓度CGRP组的细胞内镁含量与对照组相比无明显差别，缺氧120 min时，3种浓度的CGRP组较缺氧前略有降低，均高于对照组，其中1×10-8 mol*L-1 CGRP组升高最为明显(P<0.01, Tab 1).
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3 讨论
血管内皮细胞广泛分布于全身血管腔的表面，血管内皮细胞结构和功能的完整对维持机体正常生理和新陈代谢等方面均有重要意义. 本实验结果发现，缺氧可引起血管内皮细胞膜流动性的升高，而作为细胞膜损伤标志的51铬释放率在缺氧时也明显增高，表现出一致性，缺氧120 min并未引起台芬蓝摄取率的明显升高. 细胞膜为液态双层膜，正常的细胞功能活动要求适度的膜流动性，膜流动性明显增高或降低都将影响细胞正常的活动. 细胞缺氧时ATP减少，细胞膜上酶活性降低，严重缺氧时对细胞膜损害可引起膜功能或结构的改变，从而引起膜流动性的改变，同样膜流动性的改变也影响细胞的结构与功能. 51铬释放率是细胞膜损伤的一个重要标志，它的升高提示细胞膜损伤及膜通透性的增高. 由于台芬蓝不能穿过活细胞，台芬蓝摄取率可反映细胞的死亡率，提示一定程度的缺氧并不引起细胞的死亡.
CGRP可明显降低缺氧时血管内皮细胞的膜流动性和51铬释放率，且呈现出一种浓度效应关系，以1×10-8 mol*L-1 CGRP对内皮细胞缺氧损伤的保护效应最好. 实验结果还显示，内皮细胞缺氧时细胞内钙含量与缺氧前相比无明显下降，而镁含量则明显下降，CGRP可明显减少缺氧时镁的丢失，同时也存在一种浓度效应关系. 钙离子在细胞生理活动、病理损伤过程中起着重要的作用，镁离子与细胞代谢、离子转运等密切相关. 实验结果表明：缺氧可引起血管内皮细胞结构或功能的改变，细胞膜流动性增加、膜通透性增高，同时伴有细胞内镁离子的丢失，从而引起血管内皮细胞功能及结构的损害，但在本实验中细胞内钙含量及台芬蓝摄取率与上述变化未显示出一致同步性改变，提示一定程度的缺氧可使内皮细胞结构或功能出现变化，而不引起细胞的死亡，同时在缺氧期并不出现细胞内钙离子的大量丢失. CGRP对血管内皮细胞缺氧损伤具有保护作用,可降低细胞的膜流动性及细胞的膜通透性，减少细胞内镁离子的丢失，显示CGRP具有细胞膜稳定作用[6]，这种保护作用呈现出浓度效应关系，以1×10-8 mol*L-1 CGRP效果最好. 缺氧时CGRP减少镁离子的丢失，这可能与镁参与细胞膜上功能基团、酶的活动以及镁在细胞内的分布，特别是CGRP的膜稳定作用有关. 在一定程度的缺氧状态下细胞膜结构和功能受到损伤， 但当细胞无大量死亡时， 并无细胞内钙的大量丢失. CGRP具有强大的扩张血管、 调节血管内皮细胞的功能状态等作用[7]， 对血管内皮细胞缺氧损伤还具有直接保护作用，这种直接保护作用除与CGRP对细胞的膜稳定作用外，可能还有其他机制的参与，还需要进一步研究.
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作者简介:俞世强(1962-)， 男(汉族)， 浙江省嵊州市人. 博士， 副主任医师， 副教授.
Tel.(029)3373938 Email. yushiqiang@oculist.com
俞世强(第四军医大学西京医院心血管外科中心)
任雨笙(第四军医大学西京医院烧伤科)
汪钢(第四军医大学西京医院心血管外科中心)
汤朝武(第四军医大学西京医院心脏内科，陕西 西安 710033)
马挺光(第二军医大学长征医院心脏内科，上海 200003)
刘维永(第四军医大学西京医院心血管外科中心)
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参考文献：
[1] Marshall I, AL-Kaxwin SJ, Roberts PW et al. Cardiovascular effects of human and rat CGRP compared in rat and other special [J]. Eur J Pharm, 1986; 123(2):207-216.
[2] Haegerstrand A, Dalsgaard CJ, Jonzon B et al. Calcitonin gene-related peptide stimulates proliferation of human endothelial cells [J]. Proc Natl Acad Sci USA， 1990;87(9):3299-3303.
[3] 张宝庚，陈铁镇，张晶范et al. 人脐静脉及大鼠主动脉内皮细胞的培养[J]. 中华心血管病杂志，1985; 13(1):52-54.
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[4] 余竹元，汤钊猷，薛 敏et al.脉塞通对人红细胞膜流动性的影响[J]. 上海医科大学学报,1986;13(2):141-145.
[5] Lowry OH, Roseberough NJ, Farr AL et al. Protein measurement with folin phenol-reagent [J]. J Bio Chem, 1951;193(1):265-275.
[6] Ren YS, Ma TG, Wang HB et al. Membrane fluidity changes in myocardial cells following sever hypoxia and simulated reperfusion and effects of calcitonin gene-related peptide [J]. Med Sci Res, 1993; 21(17);627-628.
[7] Bakken IJ, Vincent MB, Sjaavaag I et al. Vasodilation in por-cine ophthalmic artery: Peptide interaction with acetylcholine and endothelial dependance [J]. Neuropeptides, 1995; 29(2):69-75., http://www.100md.com(降钙素基因相关肽对缺氧状态下培养的血管内皮细胞的影响)