角膜免疫赦免机制的研究进展
角膜免疫赦免机制的研究进展
褚建(综述) 谢立信(审校)
关键词：角膜免疫；免疫赦免；眼前房；免疫偏离
在所有器官移植中，角膜移植是成功率最高的手术[1]，这与角膜特异的免疫赦免状态有关。近年来，对角膜免疫赦免机制的研究取得了一些新的进展，现综述如下。
1 角膜的局部解剖因素
1.1 正常角膜组织内缺乏血管和淋巴管[2]，这在一定程度上阻止了免疫系统对移植抗原的识别，并限制了血源性免疫效应细胞和分子进入移植的角膜组织。
1.2 角膜Langerhans细胞(Lc)的分布 Lc是广泛分布于皮肤表皮组织和角膜中的带有Ia+抗原的细胞，有白细胞共同表面标志而不含单核/巨噬细胞标记，具有很强的抗原递呈功能，与免疫排斥反应的关系十分密切[3，4]。He等[5]实验证明含Lc和不含Lc的小鼠角膜植片移植后其排斥发生率分别是80%和40%，而用紫外线照射或经高压氧处理角膜供体消除其Lc后，则使排斥的发生率明显降低[6]。用器官培养方法保存角膜，可以减少Lc，移植后排斥率也大大降低[7，8]。正常状态下，角膜Lc只分布于角膜周边部的上皮层，而中央部缺乏该细胞的存在。Lc的这种独特的不均匀分布对角膜的免疫赦免性有重要的作用。各种理化刺激因素均可使Lc由角膜周边向中央移动。Niederkon [9] 将白介素-1注入角膜层间，30min内即可检测到Lc的向心性移动，将该角膜作为供体行异体穿透性角膜移植，其排斥率明显升高。
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2 前房的免疫抑制微环境
2.1 角膜组织及其分泌的免疫抑制因子 角膜组织并不是单纯被动地而是主动地参与其免疫赦免。角膜组织在体外与T细胞一起培养时，能抑制T细胞的混合淋巴细胞反应。这种抑制可以不通过接触而产生，因此，角膜是通过分泌一种介质而产生免疫抑制作用的，这种介质含TGF-β和其他不同性质的免疫抑制因子[10]。Kawashima等[11]证明角膜通过阻断IL-2受体来抑制T细胞增殖，具体机制不详，Streilein等[12]报告在正常角膜只有上皮细胞能抑制混合淋巴细胞反应，但亦有报告角膜内皮细胞也能抑制T细胞的增殖[11]。角膜分泌免疫抑制因子的功能又受多种因素的影响，INF-γ能促进角膜纤维母细胞对TGF-β的分泌[13，14]，各种理化因素的刺激(如烧伤、角膜上皮划伤或穿透性角膜移植术后等)，可破坏角膜分泌抑制因子的能力[12]。炎性刺激后角膜组织表达CD44和ICAM-1增多[15]，这可能导致了其免疫抑制功能的下降。
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2.2 虹膜睫状体组织及其分泌的免疫抑制因子 正常的虹膜睫状体组织(I/CB)在体外可以抑制混合淋巴细胞反应[16]。虹膜中含相当量的骨髓来源的细胞，其中1/3是Ia+细胞[17]，但是在体外这些有抗原递呈潜能的细胞并不能递呈处理抗原，活化T细胞。相反，它却能抑制其他细胞递呈来的抗原对T细胞的活化[16]。I/CB的这种免疫抑制功能可以是非接触式的，其抑制介质中含TGF-β。Streilein等[12]发现体外培养I/CB的免疫抑制功能不能被TGF-β的抗血清所阻断，而前列腺素抑制剂可以部分消除其抑制功能。而进行过穿透性角膜移植的眼，无论是同基因间移植还是异基因间移植，其I/CB培养上清均不能抑制T细胞的增殖，但其具体机制还不清楚。
2.3 房水的免疫抑制作用 房水是含多种因子的复杂生物液体。80年代初，人们发现房水在前房免疫赦免中起着重要的作用。正常房水可以抑制致敏T细胞的增殖及补体的活化[18，19]，可以抑制抗原递呈细胞的功能。后来人们联想到房水的这些性质与TGF-β相似，于是在房水中发现了TGF-β的存在。后来发现前列腺素也是房水免疫抑制作用的主要成分。
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最近，Taylor 等[20]发现房水有分子量小于5KDa的神经肽类物质能抑制抗原致敏的淋巴结细胞(LNC)在体外的增殖，并能抑制LNC分泌INF-γ。这种神经肽证明是α-黑素细胞刺激激素(α-MSH)和血管活性肠肽(VIP)。从房水中吸除α-MSH和VIP后，它就不能抑制LNC产生INF-γ的能力，也使房水对局部过继性迟发性超敏反应的抑制作用消失。但是并不能去除房水对LNC增殖的抑制。这说明房水中有免疫抑制功能的神经肽并不仅限于α-MSH和VIP。最近发现降钙素基因相关蛋白也与房水免疫抑制功能有关。
Taylor 等[21]最近报道，在体内已经致敏的T细胞，当在体外加入房水培养时，能转化为产生TGF-β的细胞，且这些细胞能直接抑制其他体外活化的T细胞对INF-γ和IL-4的产生。最近还发现房水中一种分子量在10KDa左右的抑制因子，能抑制NK细胞介导的细胞毒作用[22]。
房水能抑制补体的活化，但其具体的分子机制还不清楚。Gosling等[23]最近发现房水中这种补体功能抑制因子是热稳定性的，其分子量在1.3KDa左右，作用环节主要在Clq水平上。这说明补体活化途径在早期即被抑制，破坏了补体产物对炎性细胞的趋化和对炎症的介导作用。
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3 前房相关免疫偏离
前房相关免疫偏离(anterior chamber associated immune deviation, ACAID)是由进入前房的外源性抗原所激发的一种主动性、全身性免疫反应，主要表现为：(1)对抗原特异性的迟发性超敏反应的抑制；(2)对补体结合性抗体产生的抑制；(3)对其他体液免疫的保留；(4)产生致敏的细胞毒细胞的前体[24]。
一个世纪以前，人们发现将异体的肿瘤组织植入动物的前房，可以存活相当长的时间，而植入皮下则很快就被破坏掉。开始人们将这种现象归结于前房缺乏淋巴引流使移植抗原被“隐蔽”。大约20a前，人们发现植入前房的异体组织可使受体产生针对移植物的特异性抗体[25]，这使得对“抗原隐蔽”的说法产生了疑问。Kaplan和Streilein[26]提出了近代前房相关免疫偏离的概念。他们在实验中发现，在鼠的前房内注入来自另一品系的鼠的淋巴细胞以后其体液中可查到特异性抗体，并且该鼠之后不能排斥来自相同供体的皮肤植片。这说明，向前房内注入抗原能引起全身性免疫反应，这种全身性免疫反应是以减弱的细胞免疫为特点的。前房的这种免疫赦免不是由于抗原的隐蔽，而是由于发生了一系列的主动性免疫调节，即对细胞免疫的抑制和对体液免疫的促进。
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诱导ACAID产生的抗原有：可溶性的蛋白抗原、半抗原、病毒抗原、细胞表面分子等，但并非所有的抗原均能诱导ACAID，例如：某些强烈表达肿瘤特异性的抗原，植入前房时能诱导产生DTH正常的反应。而且，不同的抗原诱导产生ACAID的时限也不同。Yamada等[27]研究了诱导ACAID的效能，他将同种异体角膜片段植入小鼠眼内，发现角膜组织自身能诱导ACAID，但是ACAID出现的时间与是否带有上皮组织植入有关。带上皮组织植入时，ACAID延迟出现，且上皮完全脱失后ACAID才能被诱导。
ACAID产生是局部和全身因素共同作用的结果，首先需要有脾脏的存在[28]。在向前房内注入抗原之前甚至在注射后6d内切除脾脏，都不能诱导ACAID，这些脾切除的动物都对注入的抗原产生了强烈的迟发性超敏反应[29]。而将已产生ACAID的动物的脾细胞静脉输入相同品系的动物后，也使它对相同抗原不能产生迟发性超敏反应，这说明这种免疫抑制可以通过脾细胞过继性转移。Sonoda等[30]证明了被诱导产生ACAID的小鼠产生了抗原特异性抑制性T细胞(Ts)，并且这种Ts可过继性转移对相同抗原的特异性DTH的抑制。Ts细胞是通过它所分泌的抑制因子(TsF)介导的，但是有关TsF的性质还需要进一步明确，且现在对TsF的抗原识别受体的性质也不清楚。
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ACAID的诱导还需要有眼的存在。在向前房注入抗原4d之内摘除眼球，都不会产生ACAID[29]，这说明注入前房的抗原与进入脾脏的抗原并不是同一形式，抗原在前房被处理成“ACAID诱导信号”，然后经血液进入脾脏，诱导Ts细胞的产生。Wilbanks等[31]发现在向前房注入BSA 48h后即可在血液中发现抑制DTH抗原特异性反应的细胞，这种细胞与成熟的单核/巨噬细胞表达相同的表面标志，F4/80。F4/80+细胞也存在于IC/B，这种F4/80+细胞在眼外无抑制DTH反应的作用，但将之移入房水环境后，则可抑制DTH反应。这说明了房水中存在着诱导免疫抑制的物质。ACAID的产生和维持需要有眼前节正常的生理功能和免疫抑制微环境的存在，破坏这种微环境的因素都能导致ACAID的破坏。其主要破坏因素有：
(1)Lc的非正常分布。1987年，Williamson等[32]首先回顾性分析了不能被诱导产生ACAID的小鼠的角膜，发现在这些角膜上由于操作时外伤等原因造成明显的Lc在角膜上皮的增多，从而提出了Lc在上皮移行会破坏ACAID。进一步，他将受体的Lc与外源性抗原一起注入前房，ACAID也不能被诱导，而将B细胞或脾细胞与抗原一同注入前房，则可诱发ACAID[33]。最近，Dana等[34]的实验进一步验证了Lc对ACAID的破坏作用。他将纯化的含或不含Lc的皮肤表皮细胞悬液注入正常角膜基质层间，发现注入Lc+悬液的眼不能被诱导产生ACAID，而注入Lc-悬液的眼则能被诱导。在由烧灼引起Lc向心性移动的眼，不能被诱导ACAID，而用白介素-1受体拮抗剂抑制Lc的移行后，可以正常产生ACAID[35]。Lc对ACAID的破坏主要是由于它是抗原递呈细胞，且能分泌INF-γ和IL-1等免疫炎性刺激因子，破坏了前房免疫抑制微环境。
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(2)角膜新生血管。移植于新生血管植床的角膜其排斥率明显高于移植于无新生血管植床的角膜。研究发现在新生血管植床上的植片，在移植后2wk产生了供体特异性的DTH，这说明ACAID被破坏了。但其具体破坏机制还不清楚[36]。Dana等[34]用缝线法诱导产生角膜新生血管，观察了ACAID消失的时间，发现在新生血管产生1wk后，ACAID 即可消失，且缝线与抗原注入前房时间越近，ACAID消失的时间越短。而用糖皮质激素，非甾体类抗炎药等抑制新生血管生长的药物，可以使ACAID的诱导恢复，但是这种用药必须在新生血管长出以前开始，且局部用药比全身用药有效[36]。这种恢复的ACAID与这些药物抑制APC的增殖及抑制其IL-1、INF-γ的产生可能也不无相关。新生血管破坏ACAID可能与以下机制有关：首先，新生血管打破了血-房水屏障，使正常房水的免疫下调机制被削弱。正常血浆中的成分如：α-2巨球蛋白和蛋白酶从血管中漏入角膜和前房，中和降解了TGF-β和α-MSH等神经肽，降低了其免疫抑制功能。Streilein用荧光素标记的右旋糖酐静脉造影，观察了小鼠角膜新生血管的渗漏情况。他发现所有的新生血管无论是充盈血管还是“鬼影血管”(ghost vessel)都有明显的荧光素渗漏入角膜基质，且它们都不支持ACAID[12]。另外正常房水中可的松结合球蛋白的浓度比血液中低得多，这提高了前房内游离糖皮质激素的浓度[37]，而血-房水屏障的破坏，使这一优势丧失。其次，角膜新生淋巴管的出现打破了正常角膜无淋巴引流的屏障。已有研究证明角膜新生淋巴管可与新生血管伴行[38，39]，Streilein等人也用免疫荧光和功能学检查发现了含新生血管角膜的淋巴引流。
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(3)角膜的神经损伤。最近研究发现，在作平行于角膜缘的角膜环行切开或在成功的穿透性角膜移植后，相当长的一段时间内均不能诱导ACAID，而作垂直于角膜缘的十字形切开后，却可以诱导ACAID。Streilein用免疫荧光测定了角膜基质的神经纤维，发现环行切开后其基质神经纤维缺失，而放射状切开者未见明显变化[12]。这说明角膜内的神经支配可能直接或间接对ACAID的诱导和维持起一定作用。这可能与神经纤维末梢分泌的免疫抑制性神经肽因子(如：VIP、α-MSH、降钙素基因相关蛋白)进入前房有关。
4 FAS/FAS配体介导的免疫细胞凋亡
FAS又称CD95、APO1，是神经生长因子/肿瘤坏死因子受体超家族中的一种跨膜蛋白[40]，FAS与FAS配体或FAS的单抗结合后，可以始发细胞凋亡，导致细胞内物质的释放、DNA裂解、细胞收缩[41]。最近的研究发现，以FAS/FAS配体结合为信号的凋亡，在免疫系统的功能调节方面起重要作用[42]，并且FAS可能对排斥反应中克隆扩增的调节起作用[43]。人角膜能表达功能性FAS配体。实验证明，它能将体外培养的FAS+淋巴细胞杀死。Stuart等[44]进行了不同品系间小鼠的角膜移植，表达FAS配体的植片其排斥率只有45%，而不表达FAS配体的植片，则100%被排斥。组织学检查还显示，表达FAS配体的植片中有凋亡的单核细胞[45]。
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作者单位：褚建(山东省医学科学院眼科研究所 青岛市，266071)
谢立信(山东省医学科学院眼科研究所 青岛市，266071)
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1 角膜的局部解剖因素
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1.2 角膜Langerhans细胞(Lc)的分布 Lc是广泛分布于皮肤表皮组织和角膜中的带有Ia+抗原的细胞，有白细胞共同表面标志而不含单核/巨噬细胞标记，具有很强的抗原递呈功能，与免疫排斥反应的关系十分密切[3，4]。He等[5]实验证明含Lc和不含Lc的小鼠角膜植片移植后其排斥发生率分别是80%和40%，而用紫外线照射或经高压氧处理角膜供体消除其Lc后，则使排斥的发生率明显降低[6]。用器官培养方法保存角膜，可以减少Lc，移植后排斥率也大大降低[7，8]。正常状态下，角膜Lc只分布于角膜周边部的上皮层，而中央部缺乏该细胞的存在。Lc的这种独特的不均匀分布对角膜的免疫赦免性有重要的作用。各种理化刺激因素均可使Lc由角膜周边向中央移动。Niederkon [9] 将白介素-1注入角膜层间，30min内即可检测到Lc的向心性移动，将该角膜作为供体行异体穿透性角膜移植，其排斥率明显升高。
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2 前房的免疫抑制微环境
2.1 角膜组织及其分泌的免疫抑制因子 角膜组织并不是单纯被动地而是主动地参与其免疫赦免。角膜组织在体外与T细胞一起培养时，能抑制T细胞的混合淋巴细胞反应。这种抑制可以不通过接触而产生，因此，角膜是通过分泌一种介质而产生免疫抑制作用的，这种介质含TGF-β和其他不同性质的免疫抑制因子[10]。Kawashima等[11]证明角膜通过阻断IL-2受体来抑制T细胞增殖，具体机制不详，Streilein等[12]报告在正常角膜只有上皮细胞能抑制混合淋巴细胞反应，但亦有报告角膜内皮细胞也能抑制T细胞的增殖[11]。角膜分泌免疫抑制因子的功能又受多种因素的影响，INF-γ能促进角膜纤维母细胞对TGF-β的分泌[13，14]，各种理化因素的刺激(如烧伤、角膜上皮划伤或穿透性角膜移植术后等)，可破坏角膜分泌抑制因子的能力[12]。炎性刺激后角膜组织表达CD44和ICAM-1增多[15]，这可能导致了其免疫抑制功能的下降。
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2.2 虹膜睫状体组织及其分泌的免疫抑制因子 正常的虹膜睫状体组织(I/CB)在体外可以抑制混合淋巴细胞反应[16]。虹膜中含相当量的骨髓来源的细胞，其中1/3是Ia+细胞[17]，但是在体外这些有抗原递呈潜能的细胞并不能递呈处理抗原，活化T细胞。相反，它却能抑制其他细胞递呈来的抗原对T细胞的活化[16]。I/CB的这种免疫抑制功能可以是非接触式的，其抑制介质中含TGF-β。Streilein等[12]发现体外培养I/CB的免疫抑制功能不能被TGF-β的抗血清所阻断，而前列腺素抑制剂可以部分消除其抑制功能。而进行过穿透性角膜移植的眼，无论是同基因间移植还是异基因间移植，其I/CB培养上清均不能抑制T细胞的增殖，但其具体机制还不清楚。
2.3 房水的免疫抑制作用 房水是含多种因子的复杂生物液体。80年代初，人们发现房水在前房免疫赦免中起着重要的作用。正常房水可以抑制致敏T细胞的增殖及补体的活化[18，19]，可以抑制抗原递呈细胞的功能。后来人们联想到房水的这些性质与TGF-β相似，于是在房水中发现了TGF-β的存在。后来发现前列腺素也是房水免疫抑制作用的主要成分。
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最近，Taylor 等[20]发现房水有分子量小于5KDa的神经肽类物质能抑制抗原致敏的淋巴结细胞(LNC)在体外的增殖，并能抑制LNC分泌INF-γ。这种神经肽证明是α-黑素细胞刺激激素(α-MSH)和血管活性肠肽(VIP)。从房水中吸除α-MSH和VIP后，它就不能抑制LNC产生INF-γ的能力，也使房水对局部过继性迟发性超敏反应的抑制作用消失。但是并不能去除房水对LNC增殖的抑制。这说明房水中有免疫抑制功能的神经肽并不仅限于α-MSH和VIP。最近发现降钙素基因相关蛋白也与房水免疫抑制功能有关。
Taylor 等[21]最近报道，在体内已经致敏的T细胞，当在体外加入房水培养时，能转化为产生TGF-β的细胞，且这些细胞能直接抑制其他体外活化的T细胞对INF-γ和IL-4的产生。最近还发现房水中一种分子量在10KDa左右的抑制因子，能抑制NK细胞介导的细胞毒作用[22]。
房水能抑制补体的活化，但其具体的分子机制还不清楚。Gosling等[23]最近发现房水中这种补体功能抑制因子是热稳定性的，其分子量在1.3KDa左右，作用环节主要在Clq水平上。这说明补体活化途径在早期即被抑制，破坏了补体产物对炎性细胞的趋化和对炎症的介导作用。
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3 前房相关免疫偏离
前房相关免疫偏离(anterior chamber associated immune deviation, ACAID)是由进入前房的外源性抗原所激发的一种主动性、全身性免疫反应，主要表现为：(1)对抗原特异性的迟发性超敏反应的抑制；(2)对补体结合性抗体产生的抑制；(3)对其他体液免疫的保留；(4)产生致敏的细胞毒细胞的前体[24]。
一个世纪以前，人们发现将异体的肿瘤组织植入动物的前房，可以存活相当长的时间，而植入皮下则很快就被破坏掉。开始人们将这种现象归结于前房缺乏淋巴引流使移植抗原被“隐蔽”。大约20a前，人们发现植入前房的异体组织可使受体产生针对移植物的特异性抗体[25]，这使得对“抗原隐蔽”的说法产生了疑问。Kaplan和Streilein[26]提出了近代前房相关免疫偏离的概念。他们在实验中发现，在鼠的前房内注入来自另一品系的鼠的淋巴细胞以后其体液中可查到特异性抗体，并且该鼠之后不能排斥来自相同供体的皮肤植片。这说明，向前房内注入抗原能引起全身性免疫反应，这种全身性免疫反应是以减弱的细胞免疫为特点的。前房的这种免疫赦免不是由于抗原的隐蔽，而是由于发生了一系列的主动性免疫调节，即对细胞免疫的抑制和对体液免疫的促进。
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诱导ACAID产生的抗原有：可溶性的蛋白抗原、半抗原、病毒抗原、细胞表面分子等，但并非所有的抗原均能诱导ACAID，例如：某些强烈表达肿瘤特异性的抗原，植入前房时能诱导产生DTH正常的反应。而且，不同的抗原诱导产生ACAID的时限也不同。Yamada等[27]研究了诱导ACAID的效能，他将同种异体角膜片段植入小鼠眼内，发现角膜组织自身能诱导ACAID，但是ACAID出现的时间与是否带有上皮组织植入有关。带上皮组织植入时，ACAID延迟出现，且上皮完全脱失后ACAID才能被诱导。
ACAID产生是局部和全身因素共同作用的结果，首先需要有脾脏的存在[28]。在向前房内注入抗原之前甚至在注射后6d内切除脾脏，都不能诱导ACAID，这些脾切除的动物都对注入的抗原产生了强烈的迟发性超敏反应[29]。而将已产生ACAID的动物的脾细胞静脉输入相同品系的动物后，也使它对相同抗原不能产生迟发性超敏反应，这说明这种免疫抑制可以通过脾细胞过继性转移。Sonoda等[30]证明了被诱导产生ACAID的小鼠产生了抗原特异性抑制性T细胞(Ts)，并且这种Ts可过继性转移对相同抗原的特异性DTH的抑制。Ts细胞是通过它所分泌的抑制因子(TsF)介导的，但是有关TsF的性质还需要进一步明确，且现在对TsF的抗原识别受体的性质也不清楚。
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ACAID的诱导还需要有眼的存在。在向前房注入抗原4d之内摘除眼球，都不会产生ACAID[29]，这说明注入前房的抗原与进入脾脏的抗原并不是同一形式，抗原在前房被处理成“ACAID诱导信号”，然后经血液进入脾脏，诱导Ts细胞的产生。Wilbanks等[31]发现在向前房注入BSA 48h后即可在血液中发现抑制DTH抗原特异性反应的细胞，这种细胞与成熟的单核/巨噬细胞表达相同的表面标志，F4/80。F4/80+细胞也存在于IC/B，这种F4/80+细胞在眼外无抑制DTH反应的作用，但将之移入房水环境后，则可抑制DTH反应。这说明了房水中存在着诱导免疫抑制的物质。ACAID的产生和维持需要有眼前节正常的生理功能和免疫抑制微环境的存在，破坏这种微环境的因素都能导致ACAID的破坏。其主要破坏因素有：
(1)Lc的非正常分布。1987年，Williamson等[32]首先回顾性分析了不能被诱导产生ACAID的小鼠的角膜，发现在这些角膜上由于操作时外伤等原因造成明显的Lc在角膜上皮的增多，从而提出了Lc在上皮移行会破坏ACAID。进一步，他将受体的Lc与外源性抗原一起注入前房，ACAID也不能被诱导，而将B细胞或脾细胞与抗原一同注入前房，则可诱发ACAID[33]。最近，Dana等[34]的实验进一步验证了Lc对ACAID的破坏作用。他将纯化的含或不含Lc的皮肤表皮细胞悬液注入正常角膜基质层间，发现注入Lc+悬液的眼不能被诱导产生ACAID，而注入Lc-悬液的眼则能被诱导。在由烧灼引起Lc向心性移动的眼，不能被诱导ACAID，而用白介素-1受体拮抗剂抑制Lc的移行后，可以正常产生ACAID[35]。Lc对ACAID的破坏主要是由于它是抗原递呈细胞，且能分泌INF-γ和IL-1等免疫炎性刺激因子，破坏了前房免疫抑制微环境。
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(2)角膜新生血管。移植于新生血管植床的角膜其排斥率明显高于移植于无新生血管植床的角膜。研究发现在新生血管植床上的植片，在移植后2wk产生了供体特异性的DTH，这说明ACAID被破坏了。但其具体破坏机制还不清楚[36]。Dana等[34]用缝线法诱导产生角膜新生血管，观察了ACAID消失的时间，发现在新生血管产生1wk后，ACAID 即可消失，且缝线与抗原注入前房时间越近，ACAID消失的时间越短。而用糖皮质激素，非甾体类抗炎药等抑制新生血管生长的药物，可以使ACAID的诱导恢复，但是这种用药必须在新生血管长出以前开始，且局部用药比全身用药有效[36]。这种恢复的ACAID与这些药物抑制APC的增殖及抑制其IL-1、INF-γ的产生可能也不无相关。新生血管破坏ACAID可能与以下机制有关：首先，新生血管打破了血-房水屏障，使正常房水的免疫下调机制被削弱。正常血浆中的成分如：α-2巨球蛋白和蛋白酶从血管中漏入角膜和前房，中和降解了TGF-β和α-MSH等神经肽，降低了其免疫抑制功能。Streilein用荧光素标记的右旋糖酐静脉造影，观察了小鼠角膜新生血管的渗漏情况。他发现所有的新生血管无论是充盈血管还是“鬼影血管”(ghost vessel)都有明显的荧光素渗漏入角膜基质，且它们都不支持ACAID[12]。另外正常房水中可的松结合球蛋白的浓度比血液中低得多，这提高了前房内游离糖皮质激素的浓度[37]，而血-房水屏障的破坏，使这一优势丧失。其次，角膜新生淋巴管的出现打破了正常角膜无淋巴引流的屏障。已有研究证明角膜新生淋巴管可与新生血管伴行[38，39]，Streilein等人也用免疫荧光和功能学检查发现了含新生血管角膜的淋巴引流。
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(3)角膜的神经损伤。最近研究发现，在作平行于角膜缘的角膜环行切开或在成功的穿透性角膜移植后，相当长的一段时间内均不能诱导ACAID，而作垂直于角膜缘的十字形切开后，却可以诱导ACAID。Streilein用免疫荧光测定了角膜基质的神经纤维，发现环行切开后其基质神经纤维缺失，而放射状切开者未见明显变化[12]。这说明角膜内的神经支配可能直接或间接对ACAID的诱导和维持起一定作用。这可能与神经纤维末梢分泌的免疫抑制性神经肽因子(如：VIP、α-MSH、降钙素基因相关蛋白)进入前房有关。
4 FAS/FAS配体介导的免疫细胞凋亡
FAS又称CD95、APO1，是神经生长因子/肿瘤坏死因子受体超家族中的一种跨膜蛋白[40]，FAS与FAS配体或FAS的单抗结合后，可以始发细胞凋亡，导致细胞内物质的释放、DNA裂解、细胞收缩[41]。最近的研究发现，以FAS/FAS配体结合为信号的凋亡，在免疫系统的功能调节方面起重要作用[42]，并且FAS可能对排斥反应中克隆扩增的调节起作用[43]。人角膜能表达功能性FAS配体。实验证明，它能将体外培养的FAS+淋巴细胞杀死。Stuart等[44]进行了不同品系间小鼠的角膜移植，表达FAS配体的植片其排斥率只有45%，而不表达FAS配体的植片，则100%被排斥。组织学检查还显示，表达FAS配体的植片中有凋亡的单核细胞[45]。
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作者单位：褚建(山东省医学科学院眼科研究所 青岛市，266071)
谢立信(山东省医学科学院眼科研究所 青岛市，266071)
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