肠道部分缺血再灌注损伤动物模型的复制
摘要: 目的 复制肠道部分缺血再灌注(I.R)损伤动物模型。 方法 90只大耳白兔随机分为失血性休克组、肠部分I.R组、假手术对照组、正常对照组。首先复制失血性休克动物模型，采用激光多普勒血流仪确定肠系膜上动脉(SMA)血流量的变化;其次，自行设计血流阻断器并测试其稳定性;最后，依据休克模型SMA血流量的变化，用自制的血流阻断器部分阻断SMA，复制肠道部分I.R损伤动物模型，同时观察多个脏器病理形态学和功能改变。 结果 兔失血性休克后，SMA血流量明显减少;SMA血流部分阻断50%，维持4小时，可造成兔肠道I.R损伤及多器官功能障碍。 结论 用自行设计的血流阻断器部分阻断SMA可成功复制出肠道部分I.R损伤动物模型。
关键词: 休克;肠;部分缺血再灌注损伤;动物模型
Replication of an animal model of partial ischemia and reperfusion injury of intestine
CAO Wei-hong，HU Sen，SUN Dan，et al.
(Burn Institute，304th Hospital of PLA，Beijing 100037，China)
Abstract: Objective To replicate an animal model of partial ischemia and reperfusion injury of intestine.Meth-ods Ninety white rabbits were randomized into4groups:hemorrhagic shock，ischemia and reperfusion(I.R)，sham opera-tion and normal control.The hemorrhagic shock models were replicated，and the changes of superior mesenteric artery(SMA)blood flowwere measured with laser Doppler blood flowmeter.According to the changes of SMA blood flow during hemorrhagic shock，the SMA were partially blocked with self-designed blocker in order to replicate the partial I.R model of intestine，the function changes and pathology of heart，liver and kidney were observed.Results The SMA blood flow re-duced dramatically in hemorrhagic shock models.The SMA blood flowwas blocked to50%，which induced multiple organs I.R injury and dysfunction after blocking4hours.Conclusion To block the SMA partially with self-designed blocker can successfully replicate the partial ischemia and reperfusion model of intestine.
Key words:shock;intestine;ischemia and reperfusion;animal model
肠道I.R是严重创伤、烧伤休克后常见的病理生理过程，肠道I.R不仅可引起肠道局部组织损伤，肠内细菌和毒素移位，而且可致肠源性炎症介质和细胞因子释放，引起全身性炎症反应，甚至多器官功能障碍[1-3]。既往有关肠道I.R损伤的研究主要采用短期完全阻断动物SMA的实验模型[4] 。研究表明，虽然严重创伤、休克后，肠道血流量明显减少，但并非完全停止;因此，建立符合临床实际的肠道部分I.R损伤动物模型，有利于进一步阐明肠道在创伤和休克后的病理生理过程。为此，我们依据失血性休克SMA血流量的变化复制肠道部分I.R损伤动物模型，以期为研究肠道部分I.R损伤提供一种可靠的实验动物模型。
材料与方法
1 动物选择及处理
清洁级雄性大耳白兔90只，体重(2±0.2)kg(北大医学部提供)，在本院动物室适应1～2周后实验。分为:失血性休克组(5只)、肠部分I.R组(55只)、假手术组(25只)、正常对照组(5只)。术前24小时禁食，12小时禁水。
2 失血性休克动物模型制作
用Wigger's法复制失血性休克模型，用Periflux4001型激光多普勒血流仪测定SMA血流量。用30g.L的戊巴比妥钠(30mg.kg)静脉麻醉后，固定动物，建立输液通道，输液速度20ml.h(0.9%NaCl);腹部、右上下肢内侧备皮，碘伏消毒，铺巾;右股动脉插管后连接CARDIOMAXⅡ型小动物血流动力学监测仪监测平均动脉压(MAP);右侧肱动脉插管，连接三通;沿腹白线剪开腹壁，外置肠管并覆盖温盐水纱布，外用烤灯加温，定时于纱布上滴加温盐水;暴露SMA后5分钟测定SMA血流量;右侧肱动脉缓慢抽血，当MAP在100、60、50、40mmHg水平并稳定5分钟后，再次测定SMA血流量。
3 动脉血流阻断器的制作
3.1 制作动脉血流阻断器:用旋转式丝线阻断法设计阻断器，阻断器组成:三通(1) 、肝素帽(2) (内径1mm)、Y形塑料双通管(3) 、尼龙线(4) 。见附图。
附图 动脉血流阻断器(略)
3.2 阻断器稳定性测定:大耳白兔5只，手术同上，游离SMA约0.5cm ，将尼龙线穿过动脉并与阻断器连接，按一定比例阻断SMA，测量SMA血流量1次.小时。
4 肠部分I.R损伤动物模型制作
4.1 制作方法:麻醉、开腹同休克组，游离SMA约0.5cm，将尼龙线穿过动脉，连接阻断器，调整血流阻断量后，将肠管纳入腹腔;去除阻断器后，依据MAP调整输液速度和量。待MAP恢复至伤前值的80%，稳定4小时后，关腹。术中以地西泮(2mg.kg)防止动物躁动。
4.2 液体复苏方案[4] :(1)液体种类:复苏液体为0.9%氯化钠和706代血浆，比例1:1。(2)输液速度:松夹后40分钟内以20ml.10min的速度交替输入以上两种液体约50～100ml，MAP稳定后维持输液速度20ml.h，至复苏后6小时。(3)复苏成功标准:40分钟内调整MAP至伤前值的80%以上，稳定6小时。(4)补足液量后MAP无好转:快速静推盐酸多巴胺20mg后，将200mg多巴胺加入100ml盐水中，快速静滴(50ml.h)，待MAP升至伤前值的80%后，逐渐下调输液速度至20ml.h，维持1小时后，以0.9%氯化钠替换(20ml.h)，如MAP持续下降则复苏失败。
5 器官功能障碍的评价:SMA阻断前及阻断后2、4、6、8小时、1、2、3天，用生化自动分析仪测定血浆肌酸激酶同工酶(CK-MB)、谷丙转氨酶(GPT)及血肌苷(Cr)的变化。器官功能障碍的诊断参见文献标准[5]。
6 统计学方法
实验数据分析采用t检验、方差分析，结果以均数±标准差(ˉx±s)表示。
结果
1 失血性休克过程中SMA血流量变化
当MAP下降20mmHg左右时，SMA血流量减少约30%;MAP进一步下降20～40mmmHg时，SMA血流量略有下降;MAP下降约60mmHg左右时，SMA血流量即减少约50%;当MAP下降至40mmHg左右时，SMA血流量即减少约70%～80%(表1)。
2 动脉血流阻断器稳定性测试结果
在相同阻断比例下SMA血流量波动较小，阻断后各时间点数值间无显著差异(表2)。
3 依据失血性休克过程中SMA血流量变化和参考相关资料[6] ，确定SMA阻断量为70%、50%，阻断时间为6、4小时。
3.1 SMA阻断70%、6小时组(10只):阻断前为218.62±4.55，阻断后为65.08±3.67，血流量减少比例为(70.92±1.54)%。恢复灌流后，MAP迅速下降至40～50mmHg，予以足量液体及多巴胺200mg后，MAP未见好转。
3.2 SMA阻断70%、4小时组(10只):阻断前为SMA血流量223.87±4.88，阻断后为64.69±3.34，血流量减少比例为(71.23±1.24)%。恢复灌流后5分钟，MAP下降至伤前值的50%，予以足量液体及多巴胺100～200mg后，MAP仍进行性下降。
3.3 SMA阻断50%、6小时组(10只):阻断前为236.93±16.35，阻断后为116.46±12.07，血流量减少比例为(51.31±1.75)%。恢复灌流后，MAP下降至40mmHg左右，予以液体及多巴胺后，MAP出现一过性上升，但大部分动物在恢复灌流后1小时，MAP呈进行性下降。
3.4 SMA阻断50%、4小时组(25只):阻断前为231.93±25.06，阻断后为114.26±11.7，血流量减少比例为(50.69±1.81)%。恢复灌流后5分钟，动物MAP下降至伤前值的50%，30%的动物予以足量液体及多巴胺100～200mg后，MAP仍进行性下降，复苏失败死亡。
4 病理学改变
4.1 SMA阻断70%、6～4小时组:腹腔内可见大量清亮液体渗出，整段小肠可见密集点片状出血，肠管高度肿胀，水肿明显，肠管内大量血性液体渗出，小肠粘膜可见密集点片状出血，肠粘膜淤血、出血、绒毛明显水肿伴脱落，大量炎性细胞浸润。肺脏及心内膜下可见散在出血点，心、肺、肝、肾组织出血、水肿明显，炎细胞浸润明显。
4.2 SMA阻断50%、6小时组:病理学改变基本同SMA阻断70%、6～4小时组。
4.3 SMA阻断50%、4小时组:腹腔内可见少量液体渗出，小肠可见散在出血点，肠管内少量液体渗出，心内膜及肺脏表面可见散在细小出血点。术后1～3天整段小肠仍可见散在出血点，肠系膜淋巴结萎缩，心内膜及肺脏表面下仍可见散在细小出血点。镜下见小肠粘膜出血，大量炎细胞浸润，粘膜上皮细胞萎缩;肝细胞肿胀、脂肪变性，可见点片状坏死及大量炎细胞浸润;肺脏可见散在出血点及栓塞区，镜下肺组织出血，大量炎细胞浸润;肾脏可见肾间质水肿、炎细胞浸润及出血。
5 心、肝、肾功能变化(SMA阻断50%，维持4小时组)
5.1 血浆CK-MB变化:肠道部分I.R组，反映心肌细胞损伤的特异性指标CK-MB值在肠缺血期即开始增加，在再灌注期其数值进一步增加，并于术后1～2天达峰值，术后3天时大部分动物血浆CK-MB接近正常水平。假手术组:上述指标略有波动，但变化范围较小(表3)。
5.2 血浆GPT变化:肠部分I.R组，反映肝脏功能损伤的指标GPT值自缺血期即出现异常，并随着时间的推移而逐渐升高，至术后3天达峰值。假手术 组:上述检测指标略有波动(表4)。
5.3 血浆Cr值的变化:肠部分I.R组，反映肾功能的指标Cr值在肠缺血期略有升高，自再灌注期至术后1天无明显改变，术后2天明显升高，3天时有所下降但仍高于正常范围。假手术组:数值波动范围较小(表5)。
6 动物死亡率及器官功能障碍发生率
6.1 死亡率:SMA阻断70%，6小时组，死亡率100%，2只死于缺血期，8只死于再灌注期，死因为胃肠道出血;SMA阻断70%，4小时组，死亡率100%，8只死于再灌注期，2只死于术后1～2天，死因为胃肠道出血、持续性低血压;SMA阻断50%，6小时组，6只死于再灌注期，2只死于术后1天，2只死于术后2～3天，死因同上;SMA阻断50%，4小时组，死亡率40%，其中5只死于再灌注期，2只死于术后1天，1只死于术后2天，复苏期死因为胃肠道出血，复苏期后为心、肝功能障碍。假手术组无动物死亡。
6.2 器官功能障碍发生率:SMA阻断70%，6小时组，所有动物于缺血后4小时至再灌注期相继出现心功能障碍和肠衰竭;SMA阻断70%，4小时组，再灌注期死亡动物于缺血后4小时至再灌注期相继出现心、肝功能障碍和肠衰竭;度过复苏期的动物除有心、肝功能障碍外，术后1天出现肾功能障碍;SMA阻断50%，6小时组，再灌注期死亡动物于缺血后4小时至再灌注期相继出现心、肝功能障碍和肠衰竭;再灌注期死亡动物于缺血后4小时至再灌注期相继出现心、肝功能障碍和肠衰竭;度过复苏期的动物均有心、肝功能障碍，发生功能障碍的器官依次为心脏、肝脏、肾脏。假手术组无明显功能障碍。
表1 失血性休克MAP及SMA血流量变化失血量(略)
表2 SMA阻断后不同时间MAP及血流量变化(略)
表3 血浆CK-MB变化(略)
表4 血浆GPT变化(略)
表5 血浆Cr变化(略)
讨论
肠道I.R损伤一直是国内外医学界研究的热点之一。既往对肠I.R损伤的研究，主要采用SMA完全阻断的方法复制动物模型，但由于该模型血流阻断时间短，粘膜损伤重，缺乏术后复苏支持过程，难以被临床接受。事实上，严重创伤休克后肠道血流并非完全停止，因而建立肠道部分I.R损伤动物模型更符合临床实际。
本研究采用旋转式丝线阻断法设计血流阻断器，该阻断器具有一定的灵敏度，阻断兔SMA的效果及稳定性良好，制作材料简单，易获取，且成本较低;其缺点是对直径小于1mm的血管其阻断灵敏度相对较差。
通过测量失血性休克时SMA血流量的变化发现，失血性休克时SMA血流量明显减少，依据此数据复制出肠道部分I.R损伤动物模型(SMA阻断70%，维持4～6小时)，虽然脏器组织出现明显的病理学损害，但该模型动物死亡率高达90%，不适于作为肠道部分I.R损伤模型。研究发现，失血性休克时，当血压下降50%左右，SMA血流量下降也将近50%[7] ，依据此数据复制出的肠道部分I.R损伤动物模型(SMA阻断50%，维持6小时)表现出严重的器官功能障碍，但该组动物死亡率仍过高，也不适合作为研究模型;与之相比，SMA阻断50%(维持4小时)模型组具有以下特点:该组动物死亡率达40%，多个脏器组织均出现明显的功能及形态学损害，模型容易复制，且术后营养支持容易进行。因此该模型可作为模拟临床实际的肠道部分I.R模型，适用于创伤、烧伤、休克引起肠I.R损伤机理和防治的研究。
参考文献:
[1] Sheng CY.Bacterial translocation and multiple system organ failure in bowel ischemia and perfusion[J].Chin Med J，1991，104(11):897-903.
[2]黎君友，吕艺，胡森，等.小肠屏障功能监测的实验研究[J].创伤外科杂志，2001，3(2):109-112.
[3] Grace PA.Ischemia reperfusion injury[J].Br J Surg，1994，81:637.
[4] Heithan TH，Bruce CK，David WM，et al.Post-injury multiple organ failure:the role of the gut[J].Shock，2001，15:1.
[5]胡森，盛志勇，周宝桐，等.双相迟发多器官功能不全综合征(MODS)动物模型的研究[J].中华创伤杂志，1996，12(2):102-106.
[6]何忠杰，孟海东，林洪远，等.城市创伤的急诊救治-附719例分析[J].中国危重病急救医学，2002，14(2):113-116.
[7]曹卫红，胡森，孙丹，等.肠道部分缺血-再灌注损伤诱发多器官功能障碍综合征的实验研究[J].中华急诊医学杂志，2003，12(10):3-5.
(本文编辑:章洛秋)
基金项目: 全军“十五”医药卫生科研基金资助项目(01L081)
(解放军总医院304临床部全军烧伤研究所，北京 100037), 百拇医药(曹卫红，胡森，孙丹，白玉梅，冀建超，盛志勇)
关键词: 休克;肠;部分缺血再灌注损伤;动物模型
Replication of an animal model of partial ischemia and reperfusion injury of intestine
CAO Wei-hong，HU Sen，SUN Dan，et al.
(Burn Institute，304th Hospital of PLA，Beijing 100037，China)
Abstract: Objective To replicate an animal model of partial ischemia and reperfusion injury of intestine.Meth-ods Ninety white rabbits were randomized into4groups:hemorrhagic shock，ischemia and reperfusion(I.R)，sham opera-tion and normal control.The hemorrhagic shock models were replicated，and the changes of superior mesenteric artery(SMA)blood flowwere measured with laser Doppler blood flowmeter.According to the changes of SMA blood flow during hemorrhagic shock，the SMA were partially blocked with self-designed blocker in order to replicate the partial I.R model of intestine，the function changes and pathology of heart，liver and kidney were observed.Results The SMA blood flow re-duced dramatically in hemorrhagic shock models.The SMA blood flowwas blocked to50%，which induced multiple organs I.R injury and dysfunction after blocking4hours.Conclusion To block the SMA partially with self-designed blocker can successfully replicate the partial ischemia and reperfusion model of intestine.
Key words:shock;intestine;ischemia and reperfusion;animal model
肠道I.R是严重创伤、烧伤休克后常见的病理生理过程，肠道I.R不仅可引起肠道局部组织损伤，肠内细菌和毒素移位，而且可致肠源性炎症介质和细胞因子释放，引起全身性炎症反应，甚至多器官功能障碍[1-3]。既往有关肠道I.R损伤的研究主要采用短期完全阻断动物SMA的实验模型[4] 。研究表明，虽然严重创伤、休克后，肠道血流量明显减少，但并非完全停止;因此，建立符合临床实际的肠道部分I.R损伤动物模型，有利于进一步阐明肠道在创伤和休克后的病理生理过程。为此，我们依据失血性休克SMA血流量的变化复制肠道部分I.R损伤动物模型，以期为研究肠道部分I.R损伤提供一种可靠的实验动物模型。
材料与方法
1 动物选择及处理
清洁级雄性大耳白兔90只，体重(2±0.2)kg(北大医学部提供)，在本院动物室适应1～2周后实验。分为:失血性休克组(5只)、肠部分I.R组(55只)、假手术组(25只)、正常对照组(5只)。术前24小时禁食，12小时禁水。
2 失血性休克动物模型制作
用Wigger's法复制失血性休克模型，用Periflux4001型激光多普勒血流仪测定SMA血流量。用30g.L的戊巴比妥钠(30mg.kg)静脉麻醉后，固定动物，建立输液通道，输液速度20ml.h(0.9%NaCl);腹部、右上下肢内侧备皮，碘伏消毒，铺巾;右股动脉插管后连接CARDIOMAXⅡ型小动物血流动力学监测仪监测平均动脉压(MAP);右侧肱动脉插管，连接三通;沿腹白线剪开腹壁，外置肠管并覆盖温盐水纱布，外用烤灯加温，定时于纱布上滴加温盐水;暴露SMA后5分钟测定SMA血流量;右侧肱动脉缓慢抽血，当MAP在100、60、50、40mmHg水平并稳定5分钟后，再次测定SMA血流量。
3 动脉血流阻断器的制作
3.1 制作动脉血流阻断器:用旋转式丝线阻断法设计阻断器，阻断器组成:三通(1) 、肝素帽(2) (内径1mm)、Y形塑料双通管(3) 、尼龙线(4) 。见附图。
附图 动脉血流阻断器(略)
3.2 阻断器稳定性测定:大耳白兔5只，手术同上，游离SMA约0.5cm ，将尼龙线穿过动脉并与阻断器连接，按一定比例阻断SMA，测量SMA血流量1次.小时。
4 肠部分I.R损伤动物模型制作
4.1 制作方法:麻醉、开腹同休克组，游离SMA约0.5cm，将尼龙线穿过动脉，连接阻断器，调整血流阻断量后，将肠管纳入腹腔;去除阻断器后，依据MAP调整输液速度和量。待MAP恢复至伤前值的80%，稳定4小时后，关腹。术中以地西泮(2mg.kg)防止动物躁动。
4.2 液体复苏方案[4] :(1)液体种类:复苏液体为0.9%氯化钠和706代血浆，比例1:1。(2)输液速度:松夹后40分钟内以20ml.10min的速度交替输入以上两种液体约50～100ml，MAP稳定后维持输液速度20ml.h，至复苏后6小时。(3)复苏成功标准:40分钟内调整MAP至伤前值的80%以上，稳定6小时。(4)补足液量后MAP无好转:快速静推盐酸多巴胺20mg后，将200mg多巴胺加入100ml盐水中，快速静滴(50ml.h)，待MAP升至伤前值的80%后，逐渐下调输液速度至20ml.h，维持1小时后，以0.9%氯化钠替换(20ml.h)，如MAP持续下降则复苏失败。
5 器官功能障碍的评价:SMA阻断前及阻断后2、4、6、8小时、1、2、3天，用生化自动分析仪测定血浆肌酸激酶同工酶(CK-MB)、谷丙转氨酶(GPT)及血肌苷(Cr)的变化。器官功能障碍的诊断参见文献标准[5]。
6 统计学方法
实验数据分析采用t检验、方差分析，结果以均数±标准差(ˉx±s)表示。
结果
1 失血性休克过程中SMA血流量变化
当MAP下降20mmHg左右时，SMA血流量减少约30%;MAP进一步下降20～40mmmHg时，SMA血流量略有下降;MAP下降约60mmHg左右时，SMA血流量即减少约50%;当MAP下降至40mmHg左右时，SMA血流量即减少约70%～80%(表1)。
2 动脉血流阻断器稳定性测试结果
在相同阻断比例下SMA血流量波动较小，阻断后各时间点数值间无显著差异(表2)。
3 依据失血性休克过程中SMA血流量变化和参考相关资料[6] ，确定SMA阻断量为70%、50%，阻断时间为6、4小时。
3.1 SMA阻断70%、6小时组(10只):阻断前为218.62±4.55，阻断后为65.08±3.67，血流量减少比例为(70.92±1.54)%。恢复灌流后，MAP迅速下降至40～50mmHg，予以足量液体及多巴胺200mg后，MAP未见好转。
3.2 SMA阻断70%、4小时组(10只):阻断前为SMA血流量223.87±4.88，阻断后为64.69±3.34，血流量减少比例为(71.23±1.24)%。恢复灌流后5分钟，MAP下降至伤前值的50%，予以足量液体及多巴胺100～200mg后，MAP仍进行性下降。
3.3 SMA阻断50%、6小时组(10只):阻断前为236.93±16.35，阻断后为116.46±12.07，血流量减少比例为(51.31±1.75)%。恢复灌流后，MAP下降至40mmHg左右，予以液体及多巴胺后，MAP出现一过性上升，但大部分动物在恢复灌流后1小时，MAP呈进行性下降。
3.4 SMA阻断50%、4小时组(25只):阻断前为231.93±25.06，阻断后为114.26±11.7，血流量减少比例为(50.69±1.81)%。恢复灌流后5分钟，动物MAP下降至伤前值的50%，30%的动物予以足量液体及多巴胺100～200mg后，MAP仍进行性下降，复苏失败死亡。
4 病理学改变
4.1 SMA阻断70%、6～4小时组:腹腔内可见大量清亮液体渗出，整段小肠可见密集点片状出血，肠管高度肿胀，水肿明显，肠管内大量血性液体渗出，小肠粘膜可见密集点片状出血，肠粘膜淤血、出血、绒毛明显水肿伴脱落，大量炎性细胞浸润。肺脏及心内膜下可见散在出血点，心、肺、肝、肾组织出血、水肿明显，炎细胞浸润明显。
4.2 SMA阻断50%、6小时组:病理学改变基本同SMA阻断70%、6～4小时组。
4.3 SMA阻断50%、4小时组:腹腔内可见少量液体渗出，小肠可见散在出血点，肠管内少量液体渗出，心内膜及肺脏表面可见散在细小出血点。术后1～3天整段小肠仍可见散在出血点，肠系膜淋巴结萎缩，心内膜及肺脏表面下仍可见散在细小出血点。镜下见小肠粘膜出血，大量炎细胞浸润，粘膜上皮细胞萎缩;肝细胞肿胀、脂肪变性，可见点片状坏死及大量炎细胞浸润;肺脏可见散在出血点及栓塞区，镜下肺组织出血，大量炎细胞浸润;肾脏可见肾间质水肿、炎细胞浸润及出血。
5 心、肝、肾功能变化(SMA阻断50%，维持4小时组)
5.1 血浆CK-MB变化:肠道部分I.R组，反映心肌细胞损伤的特异性指标CK-MB值在肠缺血期即开始增加，在再灌注期其数值进一步增加，并于术后1～2天达峰值，术后3天时大部分动物血浆CK-MB接近正常水平。假手术组:上述指标略有波动，但变化范围较小(表3)。
5.2 血浆GPT变化:肠部分I.R组，反映肝脏功能损伤的指标GPT值自缺血期即出现异常，并随着时间的推移而逐渐升高，至术后3天达峰值。假手术 组:上述检测指标略有波动(表4)。
5.3 血浆Cr值的变化:肠部分I.R组，反映肾功能的指标Cr值在肠缺血期略有升高，自再灌注期至术后1天无明显改变，术后2天明显升高，3天时有所下降但仍高于正常范围。假手术组:数值波动范围较小(表5)。
6 动物死亡率及器官功能障碍发生率
6.1 死亡率:SMA阻断70%，6小时组，死亡率100%，2只死于缺血期，8只死于再灌注期，死因为胃肠道出血;SMA阻断70%，4小时组，死亡率100%，8只死于再灌注期，2只死于术后1～2天，死因为胃肠道出血、持续性低血压;SMA阻断50%，6小时组，6只死于再灌注期，2只死于术后1天，2只死于术后2～3天，死因同上;SMA阻断50%，4小时组，死亡率40%，其中5只死于再灌注期，2只死于术后1天，1只死于术后2天，复苏期死因为胃肠道出血，复苏期后为心、肝功能障碍。假手术组无动物死亡。
6.2 器官功能障碍发生率:SMA阻断70%，6小时组，所有动物于缺血后4小时至再灌注期相继出现心功能障碍和肠衰竭;SMA阻断70%，4小时组，再灌注期死亡动物于缺血后4小时至再灌注期相继出现心、肝功能障碍和肠衰竭;度过复苏期的动物除有心、肝功能障碍外，术后1天出现肾功能障碍;SMA阻断50%，6小时组，再灌注期死亡动物于缺血后4小时至再灌注期相继出现心、肝功能障碍和肠衰竭;再灌注期死亡动物于缺血后4小时至再灌注期相继出现心、肝功能障碍和肠衰竭;度过复苏期的动物均有心、肝功能障碍，发生功能障碍的器官依次为心脏、肝脏、肾脏。假手术组无明显功能障碍。
表1 失血性休克MAP及SMA血流量变化失血量(略)
表2 SMA阻断后不同时间MAP及血流量变化(略)
表3 血浆CK-MB变化(略)
表4 血浆GPT变化(略)
表5 血浆Cr变化(略)
讨论
肠道I.R损伤一直是国内外医学界研究的热点之一。既往对肠I.R损伤的研究，主要采用SMA完全阻断的方法复制动物模型，但由于该模型血流阻断时间短，粘膜损伤重，缺乏术后复苏支持过程，难以被临床接受。事实上，严重创伤休克后肠道血流并非完全停止，因而建立肠道部分I.R损伤动物模型更符合临床实际。
本研究采用旋转式丝线阻断法设计血流阻断器，该阻断器具有一定的灵敏度，阻断兔SMA的效果及稳定性良好，制作材料简单，易获取，且成本较低;其缺点是对直径小于1mm的血管其阻断灵敏度相对较差。
通过测量失血性休克时SMA血流量的变化发现，失血性休克时SMA血流量明显减少，依据此数据复制出肠道部分I.R损伤动物模型(SMA阻断70%，维持4～6小时)，虽然脏器组织出现明显的病理学损害，但该模型动物死亡率高达90%，不适于作为肠道部分I.R损伤模型。研究发现，失血性休克时，当血压下降50%左右，SMA血流量下降也将近50%[7] ，依据此数据复制出的肠道部分I.R损伤动物模型(SMA阻断50%，维持6小时)表现出严重的器官功能障碍，但该组动物死亡率仍过高，也不适合作为研究模型;与之相比，SMA阻断50%(维持4小时)模型组具有以下特点:该组动物死亡率达40%，多个脏器组织均出现明显的功能及形态学损害，模型容易复制，且术后营养支持容易进行。因此该模型可作为模拟临床实际的肠道部分I.R模型，适用于创伤、烧伤、休克引起肠I.R损伤机理和防治的研究。
参考文献:
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(本文编辑:章洛秋)
基金项目: 全军“十五”医药卫生科研基金资助项目(01L081)
(解放军总医院304临床部全军烧伤研究所，北京 100037), 百拇医药(曹卫红，胡森，孙丹，白玉梅，冀建超，盛志勇)