实验性脊髓损伤的再生修复
作者：续力民1 吴梅英2
单位：1 解放军第264医院骨科(山西太原，030001)；2 第三军医大学附属西南医院骨科
关键词：
实验性脊髓损伤的再生修复 脊髓损伤后的再生和功能恢复是一个长期未能解决的问题。近年来，国内外一些专家、学者对其进行多方面的实验研究，就其本身的再生能力、所处的生长环境以及一些促进再生的因素和方法阐述了各自的观点和看法。现就脊髓损伤后再生修复的实验研究综述如下。
1982年Cajal观察到，在脊髓损伤的数天内可见轴突有新芽再生，但未见轴突的延长生长，新芽的最终结局仍是变性消失。并提出中枢神经不能再生的原因是由于缺乏一种假定的神经营养物质，但当时未引起人们的重视。此后，随着技术和概念上的突破，对脊髓再生的认识已逐步深化，认为脊髓能否再生以及再生的程度，不仅与神经元本身的内在因素有关，而且与周围的环境因素及来自靶区的特殊信号也有关系[1]。但是脊髓损伤后轴突再生能力极其有限，远不如周围神经。其损伤后再生的困难，大多归因于局部微环境的影响[2，3]，它包括：①成年脊髓不具有支持和引导神经生长的雪旺氏细胞(Schwann cells, SC)、基板、神经膜管和Bungner带，以及细胞外基质成分，而且也缺乏促进神经生长的营养因子[4，5]。②成年后的脊髓组织中少突胶质细胞和星形细胞表面存在着两种特异性蛋白(NI-35和NI-250)，它们对神经轴突的生长有抑制作用[6]，用抗体中和这两种因子的抑制作用后，神经再生能力明显增强。Stephen等[7]通过实验提出抑制机制对轴突再生的影响，也许比胶质瘢痕的作用更重要。③损伤继发的胶质增生，瘢痕形成是阻碍神经再生和延伸的机械性屏障。近年来，又发现生长相关蛋白(growth associated protein-43, GAP-43)[8]，降钙素基因相关肽(calcitonin-gene-related peptide, CGRP)，Bcl-2[9]及C-Jun等也与神经再生关系密切，但其作用目前尚不清楚。Montgoinery等[10]认为，为了使受损的脊髓轴突再生得以成功，必须达到以下条件：①必须有一定数量的神经元成活， 因这轴突再生所需的结构和功能性物质只能在细胞体内合成。②再生的轴突必须生长足够的距离，穿过受损的部位。③再生的轴突必须定位于合适的靶细胞，形成功能性连接。还有研究表明[11]，在大鼠和猫中，脊髓损伤后只要有10%的轴突保留下来，即可能恢复一定的运动功能。这就提示只要少量的轴突能保存，恢复或再生就可能支持脊髓一定的功能。
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1 周围神经脊髓内移植
神经移植实质上是有生长潜能的神经元或/及其微环境因素对受损神经组织的急性替代；提供细胞、因子等功能物质促进成活和再生，或在受损神经元与其靶细胞之间人为搭桥，以利于重建神经联系。周围神经含有SC和神经生长因子(nere growth factor, NGF)，可以为脊髓再生提供所需的微环境[12]。既往的实验表明[13]，将周围神经植入成年哺乳动物损伤的脊髓内，不仅可诱导和促进脊髓再生，并且再生的轴突可沿着周围神经桥延伸较远的距离。David等[2]的实验证实神经元长出轴突长20 mm～30 mm。Richardson等[14]认为，脊髓神经元能否再生与损伤部位至细胞体的距离有关，当损伤的轴突距脊髓内神经元胞体超过5 cm时，即使改变脊髓局部的生长环境，也难以有轴突再生。Mossonnier等[15]在狗的脊髓损伤处植入自体周围神经，通过逆行示踪显示，再生运动神经元轴突在移植物内延伸的长度可达10 cm。Cheng等[11]的实验是在大鼠胸8节段切除5 mm的脊髓，造成完全横断脊髓损伤，采用多根肋间神经桥接损伤的脊髓间隙，通过肋间神经将脊髓的白质与灰质相连接，并用含有酸性成纤维细胞生长因子(acid fibroblast growth factor, aFGF)的纤维蛋白胶固定。实验结果与对照组相比较，用肋间神经桥接的大鼠的损伤脊髓有轴突再生，行为恢复较好。虽然他们只研究了4只用肋间神经桥接脊髓的大鼠，但这是首次令人佩服地证实在大鼠完全横断的脊髓中的轴突具有功能性再生。为实验性修复成年哺乳动物脊髓损伤提供了有力的证据，并显示出良好的开拓前景。
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虽然周围神经移植可诱导和促进神经元再生轴突，并延伸相当长的距离。但尚存在的问题是：移植神经内的轴突不易穿过移植物下端的界面。即使有一些轴突穿过了移植界面，则很少超过2 mm。有人认为这是由于在移植早期，周围神经中含有NGF，而且损伤部位未出现明显的胶质增生反应。但随着移植神经内的NGF减少或消失，加之局部胶质瘢痕的形成，从而阻止了移植物再生轴突的延长并穿过界面的能力。另一种可能是脊髓损伤的残端过早过快的出现广泛的新芽，使产生NGF的细胞受到抑制，导致神经再生终止[16]。这些问题有待于深入研究加以证实。
2 胚胎脊髓移植
已有资料表明[17，18]，当胚胎脊髓移植到脊髓损伤灶时，能够较长时间的成活(最长达280天)，移植组织的成活率可达70%～90%。并且认为完全性脊髓横断伤较不全伤的移植组织成活率低[19]，其原因不清。移植物对脊髓再生有明显的促进作用，并与宿主脊髓融合恢复其解剖上的连续性。此外，还有以下作用：①减轻脊髓损伤后神经元的逆行性溃变、坏死，促进轴突再生并重新髓鞘化。②抑制脊髓损伤区胶质瘢痕形成，减少或消除已形成的胶质瘢痕，促进再生轴突穿越胶质“屏障”。③代替某些脊髓上神经元对损伤面以下脊髓内运动神经元的支配，恢复一部分植物神经和反射功能。④可作为连接损伤脊髓两断端的“桥状结构”或“中继结构”，支持并引导再生轴突穿越损伤区或与再生轴突构成突触联系，传导信息。⑤代替损伤节段缺失的运动神经元，发出轴突经过外周神经支配效应肌肉。
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胚胎脊髓移植的优点还有：①胚胎脊髓的分化程度低，对损伤的耐受性较好，植入脊髓后不仅易于成活，也可逐渐发育成类似成体脊髓组织，替代损伤的脊髓结构，填补损伤造成的缺损；②胚胎脊髓组织较成体组织含有更为丰富的神经营养物质，植入成年的脊髓后可提供远较成体优越的微环境，从而激发宿主神经的潜在生长力。胚胎中枢神经系统(center nervous system, CNS)移植已有应用于临床的报道[20]，发现患者的神经症状均有一定程度的改善，但是由于缺乏严格高质量的评估方法和标准，很难对结果作出可靠、合理的解释。总之，现有的临床经验还不足以支持胚胎CNS移植的确切临床价值。
3 雪旺氏细胞移植
哺乳动物的周围神经具有极强的再生能力，而中枢神经却再生困难，这是由于它们所处的微环境不同。周围神经的微环境对轴突再生有利，而中枢神经微环境对再生不利，通过移植周围神经能促进中枢神经再生，而如果将周围神经反复冻融消除细胞成分(主要是SC)，对中枢神经的促进作用明显减弱，提示SC在其中发挥关键作用[21]。SC是周围神经胶质细胞，过去一直认为它的功能是形成周围髓鞘，在神经冲动传导过程中发挥作用。但近年来发现SC的功能非常活跃，主要包括：①分泌神经营养因子，如NGF、脑源性神经营养因子(brain derived-neurontrophic factor, BDNF)、睫状神经营养因子(ciliary neurotrophic factor, CNTF)及FGF等，维持神经元的成活并促进神经突起的生长[22]；②产生细胞外基质成分(extracellular matrix, ECM)和细胞粘附分子(cell adhesion molecules, CAM)，为轴突再生提供良好的环境，同时支持和引导轴突再生[23]。由于SC具有较强的促进神经再生的作用，因此近年来，利用SC移植促进CNS再生的研究日益活跃。有实验表明，经培养纯化的SC，无论在体内或体外都能支持和促进脊髓神经突起的生长。Kuhlengel等[24]将长有SC和脊神经节细胞的混合物移植于新生大鼠脊髓的损伤腔，辣根过氧化物酶(horseradish peroxidase, HRP)追踪未发现轴突长入移植物中。但Martin等[25]将单纯的SC悬液移植于大鼠脊髓损伤腔内，3周后发现轴突长入移植物中，同时损伤腔缩小，胶质瘢痕减轻，表明单纯的SC对轴突的再生起促进作用，而SC和脊神经节的混合物对再生起负调控作用。总之，SC对神经再生的促进作用是体内其它细胞无法比拟的，且SC可从自体获得，故用SC进行移植给治疗CNS的损伤带来了新希望。尽管SC移植离临床应用还有一段距离，但前景广阔。
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4 其它方法
实验修复脊髓损伤的方法还有：①大网膜移植；②提供神经生长因子或神经营养因子；③外周靶组织移植；④抑制胶质瘢痕形成；⑤用抗体阻断抑制蛋白的作用；⑥脉冲电磁场或高压氧治疗等。虽有一定的治疗效果，但不及神经移植。近年来有将基因工程应用于治疗脊髓损伤的报道。Tuszynski等[26]将NGF基因导入培养的SC内，再将SC移植于大鼠脊髓，SC在体内能稳定表达NGF并促进轴突再生。Hoffman等[27]将基因工程包装的成纤维细胞植入大鼠的损伤脊髓内，观察到经包装的成纤维细胞能够长期分泌NGF。可以预料，随着分子生物学的发展和应用，将会给脊髓损伤的患者带来福音。
5 参考文献
1 Bahr M, Bonhoeffer F. Perspectives on axonal regeneration in the mammalian CNS. Frends In Neuroscience, 1994;17(11):473
, 百拇医药
2 David S, Aguayo AJ. Axonal elongation into PNS bridges after CNS injury in adicle rats. Science, 1981;214(4523):20
3 Tessler A. Intraspinal transplant. Ann Neurol, 1991;29(2):115
4 Kliot M, Smith GM, Siegal JD et al. Astrocyte-plymer implants promote regeneration of dorsal fibers in to the adult mammalian spinal cord. Exp Neurol, 1990;109(1):57
5 Aguayo AJ, David S, Bray GM. Influences of the glial environmernt on the elongation of axons after injury: Transplantation studies in adult rodents. J Exp Biol, 1981;95(1):231
, http://www.100md.com
6 Schwab ME. Myeline-associated inhibitors of neurite growth and regeneration in CNS. Trends In Neuroscience, 1990;13(11):452
7 Stephen J, Davie S, Pauline M et al. Regeneration of cut adult axons even in the presence of continuous aligned glial pathways. Exp Neurol, 1996;142(2):203
8 Larry IB. GAP-43: An interinsic diterminant of neurenal development and plasticity. Trends In Neuroscience, 1997;20(1):84
, 百拇医药
9 Chen DF, Schneider GE, Marinou JC. Bcl-2 promots regeneration of severed axons in mammalian CNS. Nature, 1997;385(30):431
10 Montgoinery CT, Tenaglia EA, Robson JA et al. Axonal growth into tubes: Implanted within lesions in the spinal cords of adult rats. Exp Neurol, 1996;137(2):227
11 Cheng H, Cao Y, Olson L et al. Spinal cord repair in adult paraplegic: Partial restoration of hind limb function. Science, 1996;273(5274):510
, 百拇医药
12 Reier PJ. Neural tissue grafts and repair of the injured spinal cord. Neuropathol Appl Neurobiol, 1985;11(2):81
13 Wardrope J, Willson DH. Peripheral nerve grafting in spinal cord: A histological and eletrophysiological study. Paraplegia, 1986;24(2):370
14 Richardson PM, Issa VMK, Aguayo AJ. Regeneration of long spinal axons in the rat. J Neurongtol, 1984;13(1):165
15 Mossonnier P, Magnani C, Roccatello D et al. Motonearons of the injuried spinal cord of adult dog can grow lengthy axonal tracing study. Spinal Cord, 1996;34(6):320
, http://www.100md.com
16 Cotman CM, Sampedro MN. Cell biology of synaptic plasticity. Science, 1984;225(4668):1287
17 Reier PJ, Anderson DK, Thompson FJ et al. Neural tissue transplantation and CNS trauma anatomical and functional repair of the spinal cord. J Neurotrau, 1992;223(2):192
18 Barbara SB, Bagden KE, Reier JP et al. Recovery of function after spinal cord injury: Mechanisms underlying transplant-mediated recovery of function differ after spinal cord injure in newborn and adult rats. Exp Neurol, 1993;123(1):3
, 百拇医药
19 Das GD, Oblinger MM, Wallace RB et al. Neural transplantation in the spinal cord of adult rats: Conditions, survival, cytology and Connectivity of the transplants. J Neurol Science, 1983;62(2):191
20 张正荣，张 云，宋 雷等.胎脑组织脊髓内移植治疗外伤性截瘫初步报告.上海医学，1995；18(11)：650
21 Smith GV, Wislon DH. Peripheral nerve grafts lacking viable Schwann cells fail to support central nervous system axonal regeneration into acellular peripheral nerve grafts. Exp Neurol, 1989;9(2):299
, http://www.100md.com
22 Reynolds ML, Woodf CJ. Reciprocal Schwann cell-axon intractions. Current Opinion In Neurobiol, 1993;3(1):83
23 Bixby JL, Lilien J, Reichardt LF. Identtification of the major proteions that promote neironal process out-growth on Schwann cells in vitro. J Cell Biol, 1988;107(1):353
24 Kuhlengel K, Bunge MB, Bunge RP et al. Implantation of cultured sensory neurons and Schwann cells into lesioned neoatal rat spinal cord. Ⅱ. Implant characteristics and examination of corticospinal tract growth. J Comp Neurol, 1990;293(1):74
, 百拇医药
25 Martin D, Schoene J, Delree P et al. Grafts of syngenic cultured adult dorsal root ganglion-derived cells to the injured spinal cord of adult rat: Preliminary morphological studies. Neurosci Lett, 1991;124(1):44
26 Tuszynski MH, Peterson DA, Ray J et al. Fibroblasts genetically modified to produce nerve growth fator induce robust neuritic in growth after grafting to the spinal cord. Exp Neurol, 1994;126(1):1
27 Hoffman D, Breakfield OX, Short PM et al. Transplantation of polgmer-encapsulated cell line genetically engineered to release NGF. Exp Neurol, 1993;122(1):100
(收稿：1997-12-16), http://www.100md.com
单位：1 解放军第264医院骨科(山西太原，030001)；2 第三军医大学附属西南医院骨科
关键词：
实验性脊髓损伤的再生修复 脊髓损伤后的再生和功能恢复是一个长期未能解决的问题。近年来，国内外一些专家、学者对其进行多方面的实验研究，就其本身的再生能力、所处的生长环境以及一些促进再生的因素和方法阐述了各自的观点和看法。现就脊髓损伤后再生修复的实验研究综述如下。
1982年Cajal观察到，在脊髓损伤的数天内可见轴突有新芽再生，但未见轴突的延长生长，新芽的最终结局仍是变性消失。并提出中枢神经不能再生的原因是由于缺乏一种假定的神经营养物质，但当时未引起人们的重视。此后，随着技术和概念上的突破，对脊髓再生的认识已逐步深化，认为脊髓能否再生以及再生的程度，不仅与神经元本身的内在因素有关，而且与周围的环境因素及来自靶区的特殊信号也有关系[1]。但是脊髓损伤后轴突再生能力极其有限，远不如周围神经。其损伤后再生的困难，大多归因于局部微环境的影响[2，3]，它包括：①成年脊髓不具有支持和引导神经生长的雪旺氏细胞(Schwann cells, SC)、基板、神经膜管和Bungner带，以及细胞外基质成分，而且也缺乏促进神经生长的营养因子[4，5]。②成年后的脊髓组织中少突胶质细胞和星形细胞表面存在着两种特异性蛋白(NI-35和NI-250)，它们对神经轴突的生长有抑制作用[6]，用抗体中和这两种因子的抑制作用后，神经再生能力明显增强。Stephen等[7]通过实验提出抑制机制对轴突再生的影响，也许比胶质瘢痕的作用更重要。③损伤继发的胶质增生，瘢痕形成是阻碍神经再生和延伸的机械性屏障。近年来，又发现生长相关蛋白(growth associated protein-43, GAP-43)[8]，降钙素基因相关肽(calcitonin-gene-related peptide, CGRP)，Bcl-2[9]及C-Jun等也与神经再生关系密切，但其作用目前尚不清楚。Montgoinery等[10]认为，为了使受损的脊髓轴突再生得以成功，必须达到以下条件：①必须有一定数量的神经元成活， 因这轴突再生所需的结构和功能性物质只能在细胞体内合成。②再生的轴突必须生长足够的距离，穿过受损的部位。③再生的轴突必须定位于合适的靶细胞，形成功能性连接。还有研究表明[11]，在大鼠和猫中，脊髓损伤后只要有10%的轴突保留下来，即可能恢复一定的运动功能。这就提示只要少量的轴突能保存，恢复或再生就可能支持脊髓一定的功能。
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1 周围神经脊髓内移植
神经移植实质上是有生长潜能的神经元或/及其微环境因素对受损神经组织的急性替代；提供细胞、因子等功能物质促进成活和再生，或在受损神经元与其靶细胞之间人为搭桥，以利于重建神经联系。周围神经含有SC和神经生长因子(nere growth factor, NGF)，可以为脊髓再生提供所需的微环境[12]。既往的实验表明[13]，将周围神经植入成年哺乳动物损伤的脊髓内，不仅可诱导和促进脊髓再生，并且再生的轴突可沿着周围神经桥延伸较远的距离。David等[2]的实验证实神经元长出轴突长20 mm～30 mm。Richardson等[14]认为，脊髓神经元能否再生与损伤部位至细胞体的距离有关，当损伤的轴突距脊髓内神经元胞体超过5 cm时，即使改变脊髓局部的生长环境，也难以有轴突再生。Mossonnier等[15]在狗的脊髓损伤处植入自体周围神经，通过逆行示踪显示，再生运动神经元轴突在移植物内延伸的长度可达10 cm。Cheng等[11]的实验是在大鼠胸8节段切除5 mm的脊髓，造成完全横断脊髓损伤，采用多根肋间神经桥接损伤的脊髓间隙，通过肋间神经将脊髓的白质与灰质相连接，并用含有酸性成纤维细胞生长因子(acid fibroblast growth factor, aFGF)的纤维蛋白胶固定。实验结果与对照组相比较，用肋间神经桥接的大鼠的损伤脊髓有轴突再生，行为恢复较好。虽然他们只研究了4只用肋间神经桥接脊髓的大鼠，但这是首次令人佩服地证实在大鼠完全横断的脊髓中的轴突具有功能性再生。为实验性修复成年哺乳动物脊髓损伤提供了有力的证据，并显示出良好的开拓前景。
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虽然周围神经移植可诱导和促进神经元再生轴突，并延伸相当长的距离。但尚存在的问题是：移植神经内的轴突不易穿过移植物下端的界面。即使有一些轴突穿过了移植界面，则很少超过2 mm。有人认为这是由于在移植早期，周围神经中含有NGF，而且损伤部位未出现明显的胶质增生反应。但随着移植神经内的NGF减少或消失，加之局部胶质瘢痕的形成，从而阻止了移植物再生轴突的延长并穿过界面的能力。另一种可能是脊髓损伤的残端过早过快的出现广泛的新芽，使产生NGF的细胞受到抑制，导致神经再生终止[16]。这些问题有待于深入研究加以证实。
2 胚胎脊髓移植
已有资料表明[17，18]，当胚胎脊髓移植到脊髓损伤灶时，能够较长时间的成活(最长达280天)，移植组织的成活率可达70%～90%。并且认为完全性脊髓横断伤较不全伤的移植组织成活率低[19]，其原因不清。移植物对脊髓再生有明显的促进作用，并与宿主脊髓融合恢复其解剖上的连续性。此外，还有以下作用：①减轻脊髓损伤后神经元的逆行性溃变、坏死，促进轴突再生并重新髓鞘化。②抑制脊髓损伤区胶质瘢痕形成，减少或消除已形成的胶质瘢痕，促进再生轴突穿越胶质“屏障”。③代替某些脊髓上神经元对损伤面以下脊髓内运动神经元的支配，恢复一部分植物神经和反射功能。④可作为连接损伤脊髓两断端的“桥状结构”或“中继结构”，支持并引导再生轴突穿越损伤区或与再生轴突构成突触联系，传导信息。⑤代替损伤节段缺失的运动神经元，发出轴突经过外周神经支配效应肌肉。
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胚胎脊髓移植的优点还有：①胚胎脊髓的分化程度低，对损伤的耐受性较好，植入脊髓后不仅易于成活，也可逐渐发育成类似成体脊髓组织，替代损伤的脊髓结构，填补损伤造成的缺损；②胚胎脊髓组织较成体组织含有更为丰富的神经营养物质，植入成年的脊髓后可提供远较成体优越的微环境，从而激发宿主神经的潜在生长力。胚胎中枢神经系统(center nervous system, CNS)移植已有应用于临床的报道[20]，发现患者的神经症状均有一定程度的改善，但是由于缺乏严格高质量的评估方法和标准，很难对结果作出可靠、合理的解释。总之，现有的临床经验还不足以支持胚胎CNS移植的确切临床价值。
3 雪旺氏细胞移植
哺乳动物的周围神经具有极强的再生能力，而中枢神经却再生困难，这是由于它们所处的微环境不同。周围神经的微环境对轴突再生有利，而中枢神经微环境对再生不利，通过移植周围神经能促进中枢神经再生，而如果将周围神经反复冻融消除细胞成分(主要是SC)，对中枢神经的促进作用明显减弱，提示SC在其中发挥关键作用[21]。SC是周围神经胶质细胞，过去一直认为它的功能是形成周围髓鞘，在神经冲动传导过程中发挥作用。但近年来发现SC的功能非常活跃，主要包括：①分泌神经营养因子，如NGF、脑源性神经营养因子(brain derived-neurontrophic factor, BDNF)、睫状神经营养因子(ciliary neurotrophic factor, CNTF)及FGF等，维持神经元的成活并促进神经突起的生长[22]；②产生细胞外基质成分(extracellular matrix, ECM)和细胞粘附分子(cell adhesion molecules, CAM)，为轴突再生提供良好的环境，同时支持和引导轴突再生[23]。由于SC具有较强的促进神经再生的作用，因此近年来，利用SC移植促进CNS再生的研究日益活跃。有实验表明，经培养纯化的SC，无论在体内或体外都能支持和促进脊髓神经突起的生长。Kuhlengel等[24]将长有SC和脊神经节细胞的混合物移植于新生大鼠脊髓的损伤腔，辣根过氧化物酶(horseradish peroxidase, HRP)追踪未发现轴突长入移植物中。但Martin等[25]将单纯的SC悬液移植于大鼠脊髓损伤腔内，3周后发现轴突长入移植物中，同时损伤腔缩小，胶质瘢痕减轻，表明单纯的SC对轴突的再生起促进作用，而SC和脊神经节的混合物对再生起负调控作用。总之，SC对神经再生的促进作用是体内其它细胞无法比拟的，且SC可从自体获得，故用SC进行移植给治疗CNS的损伤带来了新希望。尽管SC移植离临床应用还有一段距离，但前景广阔。
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4 其它方法
实验修复脊髓损伤的方法还有：①大网膜移植；②提供神经生长因子或神经营养因子；③外周靶组织移植；④抑制胶质瘢痕形成；⑤用抗体阻断抑制蛋白的作用；⑥脉冲电磁场或高压氧治疗等。虽有一定的治疗效果，但不及神经移植。近年来有将基因工程应用于治疗脊髓损伤的报道。Tuszynski等[26]将NGF基因导入培养的SC内，再将SC移植于大鼠脊髓，SC在体内能稳定表达NGF并促进轴突再生。Hoffman等[27]将基因工程包装的成纤维细胞植入大鼠的损伤脊髓内，观察到经包装的成纤维细胞能够长期分泌NGF。可以预料，随着分子生物学的发展和应用，将会给脊髓损伤的患者带来福音。
5 参考文献
1 Bahr M, Bonhoeffer F. Perspectives on axonal regeneration in the mammalian CNS. Frends In Neuroscience, 1994;17(11):473
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2 David S, Aguayo AJ. Axonal elongation into PNS bridges after CNS injury in adicle rats. Science, 1981;214(4523):20
3 Tessler A. Intraspinal transplant. Ann Neurol, 1991;29(2):115
4 Kliot M, Smith GM, Siegal JD et al. Astrocyte-plymer implants promote regeneration of dorsal fibers in to the adult mammalian spinal cord. Exp Neurol, 1990;109(1):57
5 Aguayo AJ, David S, Bray GM. Influences of the glial environmernt on the elongation of axons after injury: Transplantation studies in adult rodents. J Exp Biol, 1981;95(1):231
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6 Schwab ME. Myeline-associated inhibitors of neurite growth and regeneration in CNS. Trends In Neuroscience, 1990;13(11):452
7 Stephen J, Davie S, Pauline M et al. Regeneration of cut adult axons even in the presence of continuous aligned glial pathways. Exp Neurol, 1996;142(2):203
8 Larry IB. GAP-43: An interinsic diterminant of neurenal development and plasticity. Trends In Neuroscience, 1997;20(1):84
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9 Chen DF, Schneider GE, Marinou JC. Bcl-2 promots regeneration of severed axons in mammalian CNS. Nature, 1997;385(30):431
10 Montgoinery CT, Tenaglia EA, Robson JA et al. Axonal growth into tubes: Implanted within lesions in the spinal cords of adult rats. Exp Neurol, 1996;137(2):227
11 Cheng H, Cao Y, Olson L et al. Spinal cord repair in adult paraplegic: Partial restoration of hind limb function. Science, 1996;273(5274):510
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12 Reier PJ. Neural tissue grafts and repair of the injured spinal cord. Neuropathol Appl Neurobiol, 1985;11(2):81
13 Wardrope J, Willson DH. Peripheral nerve grafting in spinal cord: A histological and eletrophysiological study. Paraplegia, 1986;24(2):370
14 Richardson PM, Issa VMK, Aguayo AJ. Regeneration of long spinal axons in the rat. J Neurongtol, 1984;13(1):165
15 Mossonnier P, Magnani C, Roccatello D et al. Motonearons of the injuried spinal cord of adult dog can grow lengthy axonal tracing study. Spinal Cord, 1996;34(6):320
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16 Cotman CM, Sampedro MN. Cell biology of synaptic plasticity. Science, 1984;225(4668):1287
17 Reier PJ, Anderson DK, Thompson FJ et al. Neural tissue transplantation and CNS trauma anatomical and functional repair of the spinal cord. J Neurotrau, 1992;223(2):192
18 Barbara SB, Bagden KE, Reier JP et al. Recovery of function after spinal cord injury: Mechanisms underlying transplant-mediated recovery of function differ after spinal cord injure in newborn and adult rats. Exp Neurol, 1993;123(1):3
, 百拇医药
19 Das GD, Oblinger MM, Wallace RB et al. Neural transplantation in the spinal cord of adult rats: Conditions, survival, cytology and Connectivity of the transplants. J Neurol Science, 1983;62(2):191
20 张正荣，张 云，宋 雷等.胎脑组织脊髓内移植治疗外伤性截瘫初步报告.上海医学，1995；18(11)：650
21 Smith GV, Wislon DH. Peripheral nerve grafts lacking viable Schwann cells fail to support central nervous system axonal regeneration into acellular peripheral nerve grafts. Exp Neurol, 1989;9(2):299
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22 Reynolds ML, Woodf CJ. Reciprocal Schwann cell-axon intractions. Current Opinion In Neurobiol, 1993;3(1):83
23 Bixby JL, Lilien J, Reichardt LF. Identtification of the major proteions that promote neironal process out-growth on Schwann cells in vitro. J Cell Biol, 1988;107(1):353
24 Kuhlengel K, Bunge MB, Bunge RP et al. Implantation of cultured sensory neurons and Schwann cells into lesioned neoatal rat spinal cord. Ⅱ. Implant characteristics and examination of corticospinal tract growth. J Comp Neurol, 1990;293(1):74
, 百拇医药
25 Martin D, Schoene J, Delree P et al. Grafts of syngenic cultured adult dorsal root ganglion-derived cells to the injured spinal cord of adult rat: Preliminary morphological studies. Neurosci Lett, 1991;124(1):44
26 Tuszynski MH, Peterson DA, Ray J et al. Fibroblasts genetically modified to produce nerve growth fator induce robust neuritic in growth after grafting to the spinal cord. Exp Neurol, 1994;126(1):1
27 Hoffman D, Breakfield OX, Short PM et al. Transplantation of polgmer-encapsulated cell line genetically engineered to release NGF. Exp Neurol, 1993;122(1):100
(收稿：1997-12-16), http://www.100md.com