异种生物瓣衰坏机制及其防治对策的探讨
作者：石开虎 张镜芳
单位：(510100 广州，广东省心血管病研究所)
关键词：
中华医学杂志000238 生物瓣膜由于其所特有无金属开瓣音，无溶血，低血栓发生率以及不需终身抗凝等优点，其临床应用和研究一直受到人们的关注。但瓣膜衰坏(failure)而引起的耐久性问题一直未能得到解决。大量的研究证实：异种生物瓣衰坏是由于多种因素共同参与的结果[1]，其中包括宿主因素，瓣膜处理方式及瓣膜设计构造等引起的钙化、机械应力效应以及免疫原性反应等损伤过程。
一、生物瓣的生化改变——钙化及其对策
钙化是生物瓣膜衰坏的首要因素[2]，也有人认为是唯一因素，其钙盐沉积为最显著的病理特征。一般认为与蛋白聚糖和羧基组织中残余的碱性磷酸酶有关，且多出现在应力集中部位。正常瓣膜组织中胶原纤维与弹力纤维各占55%和13%，且伴丰富的粘多糖和糖蛋白。当戊二醛交联后，丢失大量的可溶蛋白，使胶原的碱性磷酸酶为Ca2+结合提供条件，当细胞外高Ca2+(10-3 mol/L)跨膜入细胞内(10-7 mol/L)，而失活的Ca2+-ATP酶无法将Ca2+泵出，同时可溶性的碱性磷酸酶水解质膜中的磷脂产生无机磷酸，与胞内Ca2+结合而生成磷酸钙盐而沉淀[3]。也有人认为瓣膜表面的钙化机制只与戊二醛交联有关，即由于其只交联胶原蛋白分子末端的游离氨基而剩下的羧基而成为钙结合位点，从而形成钙盐沉淀，进一步使瓣膜失活，造成瓣膜严重钙化和衰坏。
, 百拇医药
目前钙化的防治常见方法主要有：
1.表面活性剂：即利用其洗涤作用，如Triton X100，十二硫酸钠(sodium dodecyl sulfate，SDS)等将瓣膜组织中的磷脂脱落，使钙缺乏磷酸结合从而抑制钙盐的形成。
2.竞争抑制剂：金属离子如Mg2+、Al3+、Fe2+等占据钙结合位点，以抑制羟基磷灰石晶核积聚，但其效果不稳定。偶磷酸盐如Ethan hydroxybisphosphonate(EHBP)抑制磷酸钙结晶体的形成，但其对组织细胞的毒性大。还有利用氨基化合物中和醛基[4]，如甘氨酸中和游离的醛基后竞争性的抑制钙结合位点，从而抑制钙盐的形成。
3.新交联剂：利用聚乌拉坦液(polyurethane)、No-React TM、叠氮化合物(alginate azide，AA)[5]、氨基油酸(AOA)[6]和光氧化作用[7]，实验结果均表现出明显的抗钙化作用,同时也使瓣膜内皮化性能得到改善,并且也可提高瓣膜的机械性能。目前比较看好的新交联剂为多聚环氧化合物，其与胶原分子游离氨基酸反应形成共价键，至少具有以下优点[8]：抗钙化性能强；无细胞毒作用，且生物相容性好； 机械强度不逊于戊二醛，其热皱缩温度可达80℃；材料更加透明、柔软、水分更充足；血流动力学性能更好。因此，它是一个很有潜力的新型交联剂。
, 百拇医药
4.生物瓣的内皮化：无完整的内皮时,生物瓣不能控制血浆成份的渗入，从而可导致瓣叶组织钙化和衰坏，而且内皮细胞覆盖可有效地缓延或防止生物瓣的衰坏、钙化[9]。
二、生物力学效应引起的机械应力损伤及对策
生物瓣力学效应所导致的瓣膜衰坏常被认为是钙化所致。其实它只是一个独立的损伤因子。机械应力的变化也是引起生物瓣衰坏的重要因素，其所致的机械性磨损，胶原纤维裸露或撕裂也可能是走向钙化的第一步,因为承应力最大的部位也是最容易发生钙化的部位。但临床上常见的是生物瓣所具有的非线性、各向异性和滞后性等特点在体内不断受到交变，弯曲变形的应力作用而形成瓣膜组织疏松，撕裂、穿孔等改变，并未见明显的钙化[10]。Haziza等[10]也通过对246例瓣膜置换病人进行随访，结果发现撕裂多发生在瓣膜植入后6年左右。他认为瓣叶撕裂失去功能可能与瓣叶组织最大受力不平衡有关，但牛心包瓣叶的撕裂则较为复杂，至少有4种可能性机理：a. 瓣膜支架顶部巨大的张力；b. 支架下的挤压力；c. 瓣架外组织的摩擦力；d. 瓣叶在开放时增加的弯曲应力(bending stress)。近年来普遍关注的瓣叶关闭时的水击现象(water hammer)被认为与瓣膜关闭瞬时的跨膜峰值压力梯度(peek pressure gradient,PPG)有关，而此压力梯度又与心脏瓣膜的破损数(Valve fracture)相对应。因此，选用水击效应小的生物瓣较为理想。有研究证实[11]：机械瓣的水击效应最大，心包生物瓣次之，而猪心瓣水击效应最小。因此，猪心瓣目前在异种生物瓣中最理想，可最大可能地避免力学因素所致的功能丧失。全面测量各种瓣膜瓣叶在理想状态下的应力分布后，发现膜应力(membrane stress)(平面拉伸应力)与弯曲应力的加和在特定位置上有方向改变，天然心瓣无论在收缩期或舒张期，瓣叶各处实际应力均正向，这种特有的模量——应变关系赋于其优异的长期弯曲工作性能。因此，瓣叶材料选取和化学改性时要求其低模量形变尽可能大一些，以削弱弯曲力，从而减少力学失功[12]。而目前广泛应用的支架生物瓣由于瓣叶与瓣架存在力学性能上的差异，不能协调变形，常导致撕裂。因此，目前无支架(Stentless)的生物瓣的应用正引起重视。
, 百拇医药
二、免疫原性反应引起的损伤及对策
Dahm发现戊二醛处理的生物瓣皮下埋植后有炎性细胞浸润,其中95%的实验大鼠产生抗移植物抗体，T细胞反应呈阳性，组织学显示有吞噬细胞和单核细胞浸润。Maxwell对30例同种瓣和27例异种瓣植入体内34～166个月失功切除后进行研究发现：牛心包移植物可呈现强烈的T淋巴细胞反应，明显与异种组织抗原有关。Zavazava等[13]人在观察因失功而取出的植入异种心脏瓣膜内皮化时，通过单克隆抗体免疫组织化学分析发现：失功的瓣膜其人类主要组织相容性复合物(HMHC)Ⅰ抗原和Ⅱ抗原，以及细胞间粘附分子(ICAM-1)和H/Y抗原均呈阳性；而内皮细胞-白细胞粘附因子Ⅰ(EALM-1)和免疫因子F-8则阴性。由此可见宿主与生物瓣之间的免疫反应是存在的，尤其是HMHC的阳性表达表明种属差异所致的免疫反应存在。Grabennoger 则认为免疫作用主要表现为吞噬作用(Phagocytosis),他对置入76～150个月的失功瓣膜形态学研究发现：巨噬细胞通过对胶原纤维和弹性物质的吞噬作用，使外源性大细胞在撕裂或穿孔边缘聚积，以及使与胶原纤维交联的周期性相关联的细胞间隙小晶体的钙化，表明瓣膜失功不仅由钙化所致，而且吞噬作用对于瓣膜的坏损也起重要作用。
, 百拇医药
四、内皮细胞在生物瓣中的地位
尽管生物瓣的钙化、力学和免疫学研究的不断深入，有望提高生物瓣的功用。但其寿命、衰坏程度的控制等远未达到真正的生物学意义上的生物瓣膜水平[14]。目前认为理想瓣膜应为：(1)符合生理使用寿命；(2)表面完全内皮化；(3)无免疫原性，不引起血液成分沉积；(4)充分交联，机械力学性能稳定；(5)有自身修复功能。而同种生物瓣因含有内皮细胞，具有代谢和修复功能，且抗原性能低，耐久性好,是生物瓣中理想的选择。但近来研究又多认为其抗原性强，经液氮保存后，残留的内皮细胞仍能完整地表达HLA抗原，并且来源困难。因此，目前研究便注重于异种生物瓣膜的宿主内皮化的研究。内皮细胞，作为一个细胞屏障，可阻止血栓形成，预防瓣叶变性和钙化。Zilla等[15]认为生物瓣的钙化与缺乏内皮化是瓣膜失功的主要原因，他将主动脉壁组织用戊二醛固定后放入37℃的磷酸缓冲液中孵育1周，以清除醛基毒性，其后成功地在其上种植了内皮细胞,结果显示主动脉壁组织热皱缩温度和皱缩程度大大改善。Lehner等[16]学者选用Hancock生物瓣用8%谷氨酸预处理后在体外用静脉内皮细胞培养使其内皮化，然后置入狒狒的降主动脉，40天后取出进行免疫组织化学和扫描电镜观察发现：内皮细胞仍存在，且铺成鹅卵石形态,F-8反应阳性。瓣膜对血流剪切力可耐受，同时抗血栓、抗白细胞聚集功能被保留下来。至于瓣叶组织的抗原性，Courtman认为去细胞预处理瓣膜可降低瓣膜组织抗原性。但Zavazavz等[13]通过对失功切除的生物瓣无内皮组织进行免疫组化分析，观察到其抗原性明显改变，因此他认为，无内皮细胞化使抗原性增加；而内皮化可减轻组织的抗原性，并且可能参与组织的自我修复功能。一般宿主自身血管内皮细胞在异种生物瓣的内皮化后可将其抗原性减少到最低程度。
, 百拇医药
目前获得的生物瓣组织表面内皮化的方式只有两种：(1)为体外内皮化，即在体外培养宿主血管内皮细胞，并种植于多聚体瓣叶(如聚四氟乙烯, PTFE)或异种生物瓣表面[17]。(2)体内内皮化，即将去毒性预处理的瓣膜组织植入机体后由宿主自身内皮细胞生长爬行覆盖。但是体外内皮化方法受宿主内皮细胞来源、培养条件的限制,以及体内内皮化受到生物瓣交联处理的细胞毒性作用等因素的限制,其应用和研究虽然十分活跃,但是进展不大。而近年发展起来的以异种生物瓣胶原纤维或者多聚复合体为“支架”、种植宿主活细胞的生物瓣即“杂种瓣”的“组织工程”[18]方法有可能成为研究和开发新一代生物瓣膜的发展方向。
参考文献
[1]Vyavahare NR, Chen W, Joshi RR, et al. Current progress in anticalfication for bioprosthetic and polymeric heart valve. Cardiovasc Pathol, 1997,6：219-229.
, 百拇医药
[2]Shanthi C, Panduranga RK. Regulation of biocalcification of bovine pericardial tissue by grafting Eploy copolymers. J Bioact Compat Plym, 1997,12：308-320.
[3]Dunmore BJ, Boughner DR, Macris N, et al. A comparison of macroscopic lipid content within porcine pulmonary and aorti valve: implication for bioprosthetic valve. J Thorac Cardiovasc Surg, 1995,110：1756-1761.
[4]Stacchino C, Bonettic F, et al. Detoxifacation process for glutaraldehyde-treated bovine pericardium: biological, chemical and mechanical characterization. J Heart Valve Dis, 1998,7：190-194.
, 百拇医药
[5]Shanthi C, Rao KP. New treatments using alginate in order to reduce the calcification of bovine bioprosthetic heart valve tissue. J Biomater Sci Polym Ed, 1997,8：919-930.
[6]Gott JP, Girardot MN, Girardot JMD, et al. Refinement of the alpha aminooleic acid bioprosthetic valve anticalcification technique. Ann Thorac Surg, 1997,64：50-58.
[7]Bianco RW, Phillips R, Mrachek J, et al. Feasibility evalution of a new pericardial bioprosthesis with dye mediated photooxidized bovine pericardial tissue. J Heart Valve Dis, 1996,5：317-322.
, 百拇医药
[8]Sung HW, Tu R, Shen SH, et al. A newly developed porcine heart valve bioprosthesis fixed with an epoxy compound: an exiprimental evaltion. J ASAIO, 1994,40：192-198.
[9]Fischlein T, Fasol R. In vitro endothelialization of bioprosthetic heart valve. J Heart Valve Dis, 1996,5.
[10]Haziza F, Papouin G, Barratt BB, et al. Tears in boprosthetic valve leaflets without calcific degeneration. J Heart valve Dis, 1996,5：35-39.
, 百拇医药
[11]梅津光生，野川淳彦.田中隆新しい心脏代用5种を含を35种类のの水力学的机械特性.人工脏器，1986，15：174-179.
[12]Langdon SE, Chernecky R, Pereira CA, et al. Biaxial mechenical structural effects of equibiaxial strain during crosslinking of bovine pericardial xenograft materials. Biomaterials, 1999,20：137-153.
[13]Zavazavz N, Simon A, Sievers HH, et al. Porcine valve are reendothelialized by human recipient endothelium in vivo. J Thorac Cardiovasc Surg, 1995,109：411-415.
, http://www.100md.com
[14]Kent PD, Tazelaar HD, Edard WD, et al. Temporal changes in the surgical pathology of prosthetic aortic valve: a study of 157 cases spanning 26 years (1970-1995). Cardiovasc Pathol, 1998,7：9-23.
[15]Zilla P, Fullard L, Trescony P, et al. Glutaraldehyde detoxification of aortic wall tissue: a promising perspective for emerging bioprosthetic valve concepts. J Heart Valve Dis, 1997,6：510-520.
[16]Lehner G, Fischlein T, Baratton G, et al. Endonthelialized biological heart valve protheses in the non-human primate model. Eur J Cardio Thorac Surg, 1997,11：498-504.
, 百拇医药
[17]Curtil A, Pagg DE, Wilson A. Repopulation of freeze-dried porcine valve with human fibroblasts and endothelial cell. J Heart Valve Dis, 1997,6：296-306.
[18]Toshiharu S, Dominique ST, Peter XM, et al. Tissue-engineered heart valve leaflets, does cell origin affect outcome? Circulation, 1997,96(2 suppl)：102-107.
收稿日期：1999-01-30, 百拇医药
单位：(510100 广州，广东省心血管病研究所)
关键词：
中华医学杂志000238 生物瓣膜由于其所特有无金属开瓣音，无溶血，低血栓发生率以及不需终身抗凝等优点，其临床应用和研究一直受到人们的关注。但瓣膜衰坏(failure)而引起的耐久性问题一直未能得到解决。大量的研究证实：异种生物瓣衰坏是由于多种因素共同参与的结果[1]，其中包括宿主因素，瓣膜处理方式及瓣膜设计构造等引起的钙化、机械应力效应以及免疫原性反应等损伤过程。
一、生物瓣的生化改变——钙化及其对策
钙化是生物瓣膜衰坏的首要因素[2]，也有人认为是唯一因素，其钙盐沉积为最显著的病理特征。一般认为与蛋白聚糖和羧基组织中残余的碱性磷酸酶有关，且多出现在应力集中部位。正常瓣膜组织中胶原纤维与弹力纤维各占55%和13%，且伴丰富的粘多糖和糖蛋白。当戊二醛交联后，丢失大量的可溶蛋白，使胶原的碱性磷酸酶为Ca2+结合提供条件，当细胞外高Ca2+(10-3 mol/L)跨膜入细胞内(10-7 mol/L)，而失活的Ca2+-ATP酶无法将Ca2+泵出，同时可溶性的碱性磷酸酶水解质膜中的磷脂产生无机磷酸，与胞内Ca2+结合而生成磷酸钙盐而沉淀[3]。也有人认为瓣膜表面的钙化机制只与戊二醛交联有关，即由于其只交联胶原蛋白分子末端的游离氨基而剩下的羧基而成为钙结合位点，从而形成钙盐沉淀，进一步使瓣膜失活，造成瓣膜严重钙化和衰坏。
, 百拇医药
目前钙化的防治常见方法主要有：
1.表面活性剂：即利用其洗涤作用，如Triton X100，十二硫酸钠(sodium dodecyl sulfate，SDS)等将瓣膜组织中的磷脂脱落，使钙缺乏磷酸结合从而抑制钙盐的形成。
2.竞争抑制剂：金属离子如Mg2+、Al3+、Fe2+等占据钙结合位点，以抑制羟基磷灰石晶核积聚，但其效果不稳定。偶磷酸盐如Ethan hydroxybisphosphonate(EHBP)抑制磷酸钙结晶体的形成，但其对组织细胞的毒性大。还有利用氨基化合物中和醛基[4]，如甘氨酸中和游离的醛基后竞争性的抑制钙结合位点，从而抑制钙盐的形成。
3.新交联剂：利用聚乌拉坦液(polyurethane)、No-React TM、叠氮化合物(alginate azide，AA)[5]、氨基油酸(AOA)[6]和光氧化作用[7]，实验结果均表现出明显的抗钙化作用,同时也使瓣膜内皮化性能得到改善,并且也可提高瓣膜的机械性能。目前比较看好的新交联剂为多聚环氧化合物，其与胶原分子游离氨基酸反应形成共价键，至少具有以下优点[8]：抗钙化性能强；无细胞毒作用，且生物相容性好； 机械强度不逊于戊二醛，其热皱缩温度可达80℃；材料更加透明、柔软、水分更充足；血流动力学性能更好。因此，它是一个很有潜力的新型交联剂。
, 百拇医药
4.生物瓣的内皮化：无完整的内皮时,生物瓣不能控制血浆成份的渗入，从而可导致瓣叶组织钙化和衰坏，而且内皮细胞覆盖可有效地缓延或防止生物瓣的衰坏、钙化[9]。
二、生物力学效应引起的机械应力损伤及对策
生物瓣力学效应所导致的瓣膜衰坏常被认为是钙化所致。其实它只是一个独立的损伤因子。机械应力的变化也是引起生物瓣衰坏的重要因素，其所致的机械性磨损，胶原纤维裸露或撕裂也可能是走向钙化的第一步,因为承应力最大的部位也是最容易发生钙化的部位。但临床上常见的是生物瓣所具有的非线性、各向异性和滞后性等特点在体内不断受到交变，弯曲变形的应力作用而形成瓣膜组织疏松，撕裂、穿孔等改变，并未见明显的钙化[10]。Haziza等[10]也通过对246例瓣膜置换病人进行随访，结果发现撕裂多发生在瓣膜植入后6年左右。他认为瓣叶撕裂失去功能可能与瓣叶组织最大受力不平衡有关，但牛心包瓣叶的撕裂则较为复杂，至少有4种可能性机理：a. 瓣膜支架顶部巨大的张力；b. 支架下的挤压力；c. 瓣架外组织的摩擦力；d. 瓣叶在开放时增加的弯曲应力(bending stress)。近年来普遍关注的瓣叶关闭时的水击现象(water hammer)被认为与瓣膜关闭瞬时的跨膜峰值压力梯度(peek pressure gradient,PPG)有关，而此压力梯度又与心脏瓣膜的破损数(Valve fracture)相对应。因此，选用水击效应小的生物瓣较为理想。有研究证实[11]：机械瓣的水击效应最大，心包生物瓣次之，而猪心瓣水击效应最小。因此，猪心瓣目前在异种生物瓣中最理想，可最大可能地避免力学因素所致的功能丧失。全面测量各种瓣膜瓣叶在理想状态下的应力分布后，发现膜应力(membrane stress)(平面拉伸应力)与弯曲应力的加和在特定位置上有方向改变，天然心瓣无论在收缩期或舒张期，瓣叶各处实际应力均正向，这种特有的模量——应变关系赋于其优异的长期弯曲工作性能。因此，瓣叶材料选取和化学改性时要求其低模量形变尽可能大一些，以削弱弯曲力，从而减少力学失功[12]。而目前广泛应用的支架生物瓣由于瓣叶与瓣架存在力学性能上的差异，不能协调变形，常导致撕裂。因此，目前无支架(Stentless)的生物瓣的应用正引起重视。
, 百拇医药
二、免疫原性反应引起的损伤及对策
Dahm发现戊二醛处理的生物瓣皮下埋植后有炎性细胞浸润,其中95%的实验大鼠产生抗移植物抗体，T细胞反应呈阳性，组织学显示有吞噬细胞和单核细胞浸润。Maxwell对30例同种瓣和27例异种瓣植入体内34～166个月失功切除后进行研究发现：牛心包移植物可呈现强烈的T淋巴细胞反应，明显与异种组织抗原有关。Zavazava等[13]人在观察因失功而取出的植入异种心脏瓣膜内皮化时，通过单克隆抗体免疫组织化学分析发现：失功的瓣膜其人类主要组织相容性复合物(HMHC)Ⅰ抗原和Ⅱ抗原，以及细胞间粘附分子(ICAM-1)和H/Y抗原均呈阳性；而内皮细胞-白细胞粘附因子Ⅰ(EALM-1)和免疫因子F-8则阴性。由此可见宿主与生物瓣之间的免疫反应是存在的，尤其是HMHC的阳性表达表明种属差异所致的免疫反应存在。Grabennoger 则认为免疫作用主要表现为吞噬作用(Phagocytosis),他对置入76～150个月的失功瓣膜形态学研究发现：巨噬细胞通过对胶原纤维和弹性物质的吞噬作用，使外源性大细胞在撕裂或穿孔边缘聚积，以及使与胶原纤维交联的周期性相关联的细胞间隙小晶体的钙化，表明瓣膜失功不仅由钙化所致，而且吞噬作用对于瓣膜的坏损也起重要作用。
, 百拇医药
四、内皮细胞在生物瓣中的地位
尽管生物瓣的钙化、力学和免疫学研究的不断深入，有望提高生物瓣的功用。但其寿命、衰坏程度的控制等远未达到真正的生物学意义上的生物瓣膜水平[14]。目前认为理想瓣膜应为：(1)符合生理使用寿命；(2)表面完全内皮化；(3)无免疫原性，不引起血液成分沉积；(4)充分交联，机械力学性能稳定；(5)有自身修复功能。而同种生物瓣因含有内皮细胞，具有代谢和修复功能，且抗原性能低，耐久性好,是生物瓣中理想的选择。但近来研究又多认为其抗原性强，经液氮保存后，残留的内皮细胞仍能完整地表达HLA抗原，并且来源困难。因此，目前研究便注重于异种生物瓣膜的宿主内皮化的研究。内皮细胞，作为一个细胞屏障，可阻止血栓形成，预防瓣叶变性和钙化。Zilla等[15]认为生物瓣的钙化与缺乏内皮化是瓣膜失功的主要原因，他将主动脉壁组织用戊二醛固定后放入37℃的磷酸缓冲液中孵育1周，以清除醛基毒性，其后成功地在其上种植了内皮细胞,结果显示主动脉壁组织热皱缩温度和皱缩程度大大改善。Lehner等[16]学者选用Hancock生物瓣用8%谷氨酸预处理后在体外用静脉内皮细胞培养使其内皮化，然后置入狒狒的降主动脉，40天后取出进行免疫组织化学和扫描电镜观察发现：内皮细胞仍存在，且铺成鹅卵石形态,F-8反应阳性。瓣膜对血流剪切力可耐受，同时抗血栓、抗白细胞聚集功能被保留下来。至于瓣叶组织的抗原性，Courtman认为去细胞预处理瓣膜可降低瓣膜组织抗原性。但Zavazavz等[13]通过对失功切除的生物瓣无内皮组织进行免疫组化分析，观察到其抗原性明显改变，因此他认为，无内皮细胞化使抗原性增加；而内皮化可减轻组织的抗原性，并且可能参与组织的自我修复功能。一般宿主自身血管内皮细胞在异种生物瓣的内皮化后可将其抗原性减少到最低程度。
, 百拇医药
目前获得的生物瓣组织表面内皮化的方式只有两种：(1)为体外内皮化，即在体外培养宿主血管内皮细胞，并种植于多聚体瓣叶(如聚四氟乙烯, PTFE)或异种生物瓣表面[17]。(2)体内内皮化，即将去毒性预处理的瓣膜组织植入机体后由宿主自身内皮细胞生长爬行覆盖。但是体外内皮化方法受宿主内皮细胞来源、培养条件的限制,以及体内内皮化受到生物瓣交联处理的细胞毒性作用等因素的限制,其应用和研究虽然十分活跃,但是进展不大。而近年发展起来的以异种生物瓣胶原纤维或者多聚复合体为“支架”、种植宿主活细胞的生物瓣即“杂种瓣”的“组织工程”[18]方法有可能成为研究和开发新一代生物瓣膜的发展方向。
参考文献
[1]Vyavahare NR, Chen W, Joshi RR, et al. Current progress in anticalfication for bioprosthetic and polymeric heart valve. Cardiovasc Pathol, 1997,6：219-229.
, 百拇医药
[2]Shanthi C, Panduranga RK. Regulation of biocalcification of bovine pericardial tissue by grafting Eploy copolymers. J Bioact Compat Plym, 1997,12：308-320.
[3]Dunmore BJ, Boughner DR, Macris N, et al. A comparison of macroscopic lipid content within porcine pulmonary and aorti valve: implication for bioprosthetic valve. J Thorac Cardiovasc Surg, 1995,110：1756-1761.
[4]Stacchino C, Bonettic F, et al. Detoxifacation process for glutaraldehyde-treated bovine pericardium: biological, chemical and mechanical characterization. J Heart Valve Dis, 1998,7：190-194.
, 百拇医药
[5]Shanthi C, Rao KP. New treatments using alginate in order to reduce the calcification of bovine bioprosthetic heart valve tissue. J Biomater Sci Polym Ed, 1997,8：919-930.
[6]Gott JP, Girardot MN, Girardot JMD, et al. Refinement of the alpha aminooleic acid bioprosthetic valve anticalcification technique. Ann Thorac Surg, 1997,64：50-58.
[7]Bianco RW, Phillips R, Mrachek J, et al. Feasibility evalution of a new pericardial bioprosthesis with dye mediated photooxidized bovine pericardial tissue. J Heart Valve Dis, 1996,5：317-322.
, 百拇医药
[8]Sung HW, Tu R, Shen SH, et al. A newly developed porcine heart valve bioprosthesis fixed with an epoxy compound: an exiprimental evaltion. J ASAIO, 1994,40：192-198.
[9]Fischlein T, Fasol R. In vitro endothelialization of bioprosthetic heart valve. J Heart Valve Dis, 1996,5.
[10]Haziza F, Papouin G, Barratt BB, et al. Tears in boprosthetic valve leaflets without calcific degeneration. J Heart valve Dis, 1996,5：35-39.
, 百拇医药
[11]梅津光生，野川淳彦.田中隆新しい心脏代用5种を含を35种类のの水力学的机械特性.人工脏器，1986，15：174-179.
[12]Langdon SE, Chernecky R, Pereira CA, et al. Biaxial mechenical structural effects of equibiaxial strain during crosslinking of bovine pericardial xenograft materials. Biomaterials, 1999,20：137-153.
[13]Zavazavz N, Simon A, Sievers HH, et al. Porcine valve are reendothelialized by human recipient endothelium in vivo. J Thorac Cardiovasc Surg, 1995,109：411-415.
, http://www.100md.com
[14]Kent PD, Tazelaar HD, Edard WD, et al. Temporal changes in the surgical pathology of prosthetic aortic valve: a study of 157 cases spanning 26 years (1970-1995). Cardiovasc Pathol, 1998,7：9-23.
[15]Zilla P, Fullard L, Trescony P, et al. Glutaraldehyde detoxification of aortic wall tissue: a promising perspective for emerging bioprosthetic valve concepts. J Heart Valve Dis, 1997,6：510-520.
[16]Lehner G, Fischlein T, Baratton G, et al. Endonthelialized biological heart valve protheses in the non-human primate model. Eur J Cardio Thorac Surg, 1997,11：498-504.
, 百拇医药
[17]Curtil A, Pagg DE, Wilson A. Repopulation of freeze-dried porcine valve with human fibroblasts and endothelial cell. J Heart Valve Dis, 1997,6：296-306.
[18]Toshiharu S, Dominique ST, Peter XM, et al. Tissue-engineered heart valve leaflets, does cell origin affect outcome? Circulation, 1997,96(2 suppl)：102-107.
收稿日期：1999-01-30, 百拇医药