血小板生成素和血小板内容物对巨核细胞生成的调控
作者：杨默
单位：香港中文大学儿科系
关键词：
中华儿科杂志/980620 巨核细胞生成是一个复杂的生物学过程，它包括造血干细胞增殖、分化成巨核细胞，并生成血小板。巨核细胞的生成主要由血小板生成素(TPO)调节[1]。另外，多个造血生长因子和细胞因子亦参与了该过程，包括IL-1、IL-3、IL-6、IL-11和GM-CSF等[2]。任何一个因素的改变都会导致巨核细胞生成和血小板释放的异常。巨核细胞和血小板蛋白，如血小板因子4(PF4)、Thrombospondinl(TSP1)、β-凝血球蛋白(β-TG)、血小板源性生长因子(PDGF)和血小板内容物[包括β转化生长因子、5羟色胺(5-HT)等]可能参与循环血小板相对恒定的“反馈调节”机制。本文就TPO、几个血小板蛋白和内容物对巨核细胞生成的调控，以及可能的作用机制作一综述。
, 百拇医药
(一) TPO和巨核细胞的生成
1.TPO的寻找和发现：1958年，Kelemen等提出，可能存在一种对巨核细胞和血小板生成有特异作用的体液因子，命名为TPO。60和70年代许多工作亦指出，血小板减少症患者血浆中存在一个特异因子。80年代起，许多研究试图从血浆和尿中鉴别和纯化TPO，但未能获得成功。直到分离出髓增殖性白血病(MPL)病毒，才使TPO的研究有了突破。该病毒含V-MPL癌基因，其产物能作为细胞因子受体，被命名为MPL配体[3，4]。MPL配体与TPO为同一物质，TPO受体缺陷的小鼠出现血小板和巨核细胞减少，但红细胞和白细胞系无改变。
1994年TPO终于被分离和克隆，由21个氨基酸的信号肽和两个结构区，共353个氨基酸组成，分子量为35 000～38 000。人与鼠TPO的N端氨基酸同源性84%，C端67%。TPO的活性部位可能在N端结构区。人TPO的基因位点在3q26～27。
, 百拇医药
2.TPO的合成和调节：TPO的合成部位主要在肾脏和肝脏，少量可产生于脾脏和骨髓细胞；成纤维细胞、内皮细胞、吞噬细胞和骨骼肌细胞也能合成TPO。最新的研究指出，肝细胞、肾小管细胞和骨髓的间质细胞也表达TPO mRNA[5]，血小板数量及其对TPO的结合和代谢，直接调节TPO的水平[5]。
3.TPO的生物学作用：体外实验证明，TPO促进巨核细胞增殖、分化、成熟和血小板生成[1]。Choi等报道TPO可在体外促进产生功能性血小板。另外，TPO对红细胞系也有不同程度的生长刺激作用。体内实验亦证明TPO能升高小鼠的血小板和巨核细胞。Gurney等的一个重要实验显示TPO受体缺陷小鼠的血小板及巨核细胞均减少，但红细胞系、粒细胞系和淋巴细胞系均无异常。研究还发现TPO调控巨核细胞和血小板的数量，但不影响其成熟[6]，提示可能还有其他因素参与巨核细胞成熟和血小板生成的调节。
, 百拇医药 (二) 血小板蛋白和内容物与巨核细胞生成
1.PF4是一种巨核-血小板系特异的alpha-粒子蛋白，分子量为7 800，合成于巨核细胞，PF4有多种生物学功能，包括中和肝素，激活白细胞弹性蛋白酶活性，抑制胶原酶活性等。PF4能选择性抑制巨核细胞集落(CFU-M)的生成[7]，可通过自我调节巨核细胞的生长发育，抑制其增殖和成熟[8]。
2.TSP1作为血小板alpha-粒子的主要成分和450 000的多功能糖蛋白参与细胞-细胞之间和细胞-细胞基质的相互作用。TSP 1能抑制内皮细胞生长和拮抗血管的形成。我们的研究证实，TSP 1对巨核细胞的生成有与PF4相似的抑制作用。由于巨核细胞表达TSP受体，其抑制效应可能通过其受体的直接作用。TSP1还可能通过调节TPO与巨核祖细胞结合，对巨核细胞的生成呈现抑制效应[9]。Chen等[10]的研究亦证实了TSP对巨核细胞生长有抑制作用，其肝素结合位点可能是一个关键的功能结构单位。
, 百拇医药
3.β-TG是另一个重要的巨核-血小板系特异性、多功能alpha-粒子蛋白，它能结合到内皮细胞，并抑制前列腺环素的产生。β-TG对巨核细胞生成无抑制作用，但Abgrall发现β-TG对CFU-M生成的抑制作用与剂量有关，并指出β-TG的作用主要在巨核细胞的成熟阶段[11]。
4.β转化生长因子(TGF-β)是25 000的多肽，富含于血小板alpha-粒子内，也广泛合成于多种组织。TGF-β对巨核细胞集落的生成有抑制效应[12]，但还抑制其他造血细胞和非造血细胞，提示其作用为非特异性。
5.PDGF最初是从血小板alpha-粒子纯化出来的结缔组织生长因子，分子量为28 000～31 000。PDGF促进结缔组织细胞的生长和分化，包括成纤维细胞、内皮细胞和平滑肌细胞等。PDGF对粒细胞系和多能干细胞有生长促进作用，其机制为通过刺激骨髓微环境的间质细胞所致。我们的研究发现，PDGF对巨核细胞的生长有促进效应，对CFU-M的作用高于GM-CSF，但低于IL-3和IL-6[13]。我们尚证实巨核细胞表达PDGF受体，PDGF能诱导巨核细胞c-fos基因表达和促进有丝分裂[14]。所以PDGF刺激巨核细胞生长的作用机制可能有两个途径：其一是通过PDGF受体的直接作用，激活包括c-fos在内的信号传递因子，使有丝分裂发生；其二是通过刺激骨髓微环境中的间质细胞产生其他细胞因子的间接作用[14，15]。Soriano和leveen等分别观察到PDGF β受体和PDGF β链基因缺陷小鼠发生血小板减少症。
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6.近年来5-HT被认为不仅是神经递质和血管活性因子，而且还可作为生长因子，代表了一类作用于G-蛋白结合受体，促进细胞生长的分子[16]。血小板有5-HT受体，5-HT通过激活5-HT2受体诱导血小板聚集。我们的研究证实5-HT对巨核细胞生长有促进效应，但其活性低于IL-3，IL-6[17]。我们进一步观察巨核细胞的5-HT摄取、贮存和代谢[18]，结果表明巨核细胞表现出很好的摄取5-HT的能力，而且该过程能受利血平和氟基氯丙胺的调节，但在巨核祖细胞阶段贮存5-HT的能力还未发育成熟，大部份细胞未能形成电镜可见的致密体。我们还发现巨核祖细胞含有单胺氧化酶(MAO)，能降解5-HT为5-HIAA[18]。
三、小结
TPO的问世给血小板减少症、肿瘤化疗并发症和骨髓移植等临床问题的治疗带来了令人鼓舞的希望。临床前研究显示TPO能有效地改善血小板减少，并有很好的耐受性。第二期临床试验表明TPO可有效地治疗化疗所致的血小板减少症[19]。TPO的另一个潜在价值是可能用于体外生成功能性血小板以供临床使用。检测TPO和TPO受体，将有助于更好地了解血小板减少症或血小板增多症的发病机制。
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血小板蛋白和内容物包括PF4、TSP1、TGFβ、PDGF和5-HT可能参与巨核细胞的生长调控，PF4、TSP1和TGFβ作为负性调节剂，而PDGF和5-HT作为正性调节剂。
志谢 本文的英文稿得到澳大利亚血栓形成与凝血学会主席、新南威尔士大学Prine of Wales医院血液科Chong教授的审阅，特表谢意，同时感谢重庆医科大学附属儿童医院杨锡强教授对中文稿的审阅
参考文献
1 Kaushansky K. Thrombopoietin: the primary regulator of platelet production.Blood, 1995,86:419-426.
2 Avraham H,Ellis MH,Jhun BH, et al. Tyrosine kinases in megakaryocytopoiesis. Stem Cell, 1995,13:380-387.
, 百拇医药
3 Vigon I,Mornon JP,Cocault L, et al. Molecular cloning and characterzation of MPL, the human homolog of the v-mpl oncogen identification of a member of the hematopoietic growth factor receptor superfamily. Proc Nalt Acad Sci USA 1993,89:5640-5652.
4 Debili N,Wendling F,Cosman D, et al. The Mpl receptor is expressed in the megakaryocytic lineage from late progenitor to platelets.Blood, 1995,85:391-401.
5 Sungaran R,Markovic B,Chong BH. Localization and regulation of thrombopoietin mRNA expression in human kidney,liver bone marrow,and spleen using In Situ Hybridization.Blood 1997,89:101-107.
, http://www.100md.com
6 Bunting S,Widmer R,Lipari T, et al. Normal platelet and megakaryocytes are produced in vivo in the absence of thrombopoietin. Blood, 1997, 90:3423-3430.
7 Yang M,Hogg PJ,Gao RL et al. Effects of b-TG and PF4 on megakaryocytopoiesis. Proceedings of VIII Congress Asian Pacific Division International Society of Haematology.Brisbane,1995;63-68.
8 Han ZC,Sensebe L, Abgrall JF, et al. Platelet factor 4 inhibits human megakaryocytopoiesis in vitro.Blood, 1990,75:1234-1239.
, 百拇医药
9 Yang M,Hogg PJ, Chesterman CN, et al. Mitogenic effect of TPO on megakaryocytopoiesis reduced by TSP1.Int J Hematol, 1996,64(Suppl. 1):S29-840.
10 Chen YZ, Incardona F, Legrand C, et al. Thrombospondin, a negative modulator of megakaryocytopoiesis. J Lab Clin Med, 1997,129:231-238.
11 Abgrall JF, Han ZC, Sensebe L, et al. Inhibitory effect of highly purified human platelet beta- thromboglobulin on in vitro human megakaryocyte colony formation.Exp Hematol, 1991,19:202-205.
, http://www.100md.com
12 Mitjavila MT, Villnci G, Villeval JL, et al. Human platelet α granules contain a nonspecific inhibitor of megakaryocyte colony formation: Its relationship to type β transforming growth factor (TGF-β). J Cell Physiol, 1988,143:93-99.
13 Yang M, Chesterman CN, Chong BH. Recombinant PDGF enhances megakaryocytopoiesis in vitro.Br J Hamatol, 1995,91:285-289.
14 Yang M, Khachigian LM,Hicks C, et al. Identification PDGF receptors on human megakaryocytes and megakaryocytic cell lines. Thromb Haemostas, 1997,78:892-296.
, 百拇医药
15 Yang M, Chesterman CN, Chong BH. Effect of PDGF on murine granulocyte-macrophage colony formation in vitro.Exp Haematol, 1994,22:738.
16 Seuwen K,Pouyssegur J. Serotonin as a growth factor. Biochem Pharmacol, 1990,39:985.
17 Yang M, Sridiatkhachorn A, Anthony M, et al. Serotonin stimulates megakaryocytopoiesis via 5HT2 receptors. Blood Coagulation Fibrinolysis, 1996, 6:127-133.
18 Yang M,Srikiathchorn A, Anthony M, et al. Serotonin uptake, storage and metabolism in megakaryoblasts. Int J Hematol, 1996,63:137-142.
19 Basser RL, Rasko JE, Clarke K, et al. Randomized, blinded, placebo- controlled phase I trial of pegylated recombinant human megakaryocyte growth and development factor with filgrastim after dose-intensive chemotherapy in patients with advanced cancer. Blood, 1997,89:3118-3132., http://www.100md.com
单位：香港中文大学儿科系
关键词：
中华儿科杂志/980620 巨核细胞生成是一个复杂的生物学过程，它包括造血干细胞增殖、分化成巨核细胞，并生成血小板。巨核细胞的生成主要由血小板生成素(TPO)调节[1]。另外，多个造血生长因子和细胞因子亦参与了该过程，包括IL-1、IL-3、IL-6、IL-11和GM-CSF等[2]。任何一个因素的改变都会导致巨核细胞生成和血小板释放的异常。巨核细胞和血小板蛋白，如血小板因子4(PF4)、Thrombospondinl(TSP1)、β-凝血球蛋白(β-TG)、血小板源性生长因子(PDGF)和血小板内容物[包括β转化生长因子、5羟色胺(5-HT)等]可能参与循环血小板相对恒定的“反馈调节”机制。本文就TPO、几个血小板蛋白和内容物对巨核细胞生成的调控，以及可能的作用机制作一综述。
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(一) TPO和巨核细胞的生成
1.TPO的寻找和发现：1958年，Kelemen等提出，可能存在一种对巨核细胞和血小板生成有特异作用的体液因子，命名为TPO。60和70年代许多工作亦指出，血小板减少症患者血浆中存在一个特异因子。80年代起，许多研究试图从血浆和尿中鉴别和纯化TPO，但未能获得成功。直到分离出髓增殖性白血病(MPL)病毒，才使TPO的研究有了突破。该病毒含V-MPL癌基因，其产物能作为细胞因子受体，被命名为MPL配体[3，4]。MPL配体与TPO为同一物质，TPO受体缺陷的小鼠出现血小板和巨核细胞减少，但红细胞和白细胞系无改变。
1994年TPO终于被分离和克隆，由21个氨基酸的信号肽和两个结构区，共353个氨基酸组成，分子量为35 000～38 000。人与鼠TPO的N端氨基酸同源性84%，C端67%。TPO的活性部位可能在N端结构区。人TPO的基因位点在3q26～27。
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2.TPO的合成和调节：TPO的合成部位主要在肾脏和肝脏，少量可产生于脾脏和骨髓细胞；成纤维细胞、内皮细胞、吞噬细胞和骨骼肌细胞也能合成TPO。最新的研究指出，肝细胞、肾小管细胞和骨髓的间质细胞也表达TPO mRNA[5]，血小板数量及其对TPO的结合和代谢，直接调节TPO的水平[5]。
3.TPO的生物学作用：体外实验证明，TPO促进巨核细胞增殖、分化、成熟和血小板生成[1]。Choi等报道TPO可在体外促进产生功能性血小板。另外，TPO对红细胞系也有不同程度的生长刺激作用。体内实验亦证明TPO能升高小鼠的血小板和巨核细胞。Gurney等的一个重要实验显示TPO受体缺陷小鼠的血小板及巨核细胞均减少，但红细胞系、粒细胞系和淋巴细胞系均无异常。研究还发现TPO调控巨核细胞和血小板的数量，但不影响其成熟[6]，提示可能还有其他因素参与巨核细胞成熟和血小板生成的调节。
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1.PF4是一种巨核-血小板系特异的alpha-粒子蛋白，分子量为7 800，合成于巨核细胞，PF4有多种生物学功能，包括中和肝素，激活白细胞弹性蛋白酶活性，抑制胶原酶活性等。PF4能选择性抑制巨核细胞集落(CFU-M)的生成[7]，可通过自我调节巨核细胞的生长发育，抑制其增殖和成熟[8]。
2.TSP1作为血小板alpha-粒子的主要成分和450 000的多功能糖蛋白参与细胞-细胞之间和细胞-细胞基质的相互作用。TSP 1能抑制内皮细胞生长和拮抗血管的形成。我们的研究证实，TSP 1对巨核细胞的生成有与PF4相似的抑制作用。由于巨核细胞表达TSP受体，其抑制效应可能通过其受体的直接作用。TSP1还可能通过调节TPO与巨核祖细胞结合，对巨核细胞的生成呈现抑制效应[9]。Chen等[10]的研究亦证实了TSP对巨核细胞生长有抑制作用，其肝素结合位点可能是一个关键的功能结构单位。
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3.β-TG是另一个重要的巨核-血小板系特异性、多功能alpha-粒子蛋白，它能结合到内皮细胞，并抑制前列腺环素的产生。β-TG对巨核细胞生成无抑制作用，但Abgrall发现β-TG对CFU-M生成的抑制作用与剂量有关，并指出β-TG的作用主要在巨核细胞的成熟阶段[11]。
4.β转化生长因子(TGF-β)是25 000的多肽，富含于血小板alpha-粒子内，也广泛合成于多种组织。TGF-β对巨核细胞集落的生成有抑制效应[12]，但还抑制其他造血细胞和非造血细胞，提示其作用为非特异性。
5.PDGF最初是从血小板alpha-粒子纯化出来的结缔组织生长因子，分子量为28 000～31 000。PDGF促进结缔组织细胞的生长和分化，包括成纤维细胞、内皮细胞和平滑肌细胞等。PDGF对粒细胞系和多能干细胞有生长促进作用，其机制为通过刺激骨髓微环境的间质细胞所致。我们的研究发现，PDGF对巨核细胞的生长有促进效应，对CFU-M的作用高于GM-CSF，但低于IL-3和IL-6[13]。我们尚证实巨核细胞表达PDGF受体，PDGF能诱导巨核细胞c-fos基因表达和促进有丝分裂[14]。所以PDGF刺激巨核细胞生长的作用机制可能有两个途径：其一是通过PDGF受体的直接作用，激活包括c-fos在内的信号传递因子，使有丝分裂发生；其二是通过刺激骨髓微环境中的间质细胞产生其他细胞因子的间接作用[14，15]。Soriano和leveen等分别观察到PDGF β受体和PDGF β链基因缺陷小鼠发生血小板减少症。
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6.近年来5-HT被认为不仅是神经递质和血管活性因子，而且还可作为生长因子，代表了一类作用于G-蛋白结合受体，促进细胞生长的分子[16]。血小板有5-HT受体，5-HT通过激活5-HT2受体诱导血小板聚集。我们的研究证实5-HT对巨核细胞生长有促进效应，但其活性低于IL-3，IL-6[17]。我们进一步观察巨核细胞的5-HT摄取、贮存和代谢[18]，结果表明巨核细胞表现出很好的摄取5-HT的能力，而且该过程能受利血平和氟基氯丙胺的调节，但在巨核祖细胞阶段贮存5-HT的能力还未发育成熟，大部份细胞未能形成电镜可见的致密体。我们还发现巨核祖细胞含有单胺氧化酶(MAO)，能降解5-HT为5-HIAA[18]。
三、小结
TPO的问世给血小板减少症、肿瘤化疗并发症和骨髓移植等临床问题的治疗带来了令人鼓舞的希望。临床前研究显示TPO能有效地改善血小板减少，并有很好的耐受性。第二期临床试验表明TPO可有效地治疗化疗所致的血小板减少症[19]。TPO的另一个潜在价值是可能用于体外生成功能性血小板以供临床使用。检测TPO和TPO受体，将有助于更好地了解血小板减少症或血小板增多症的发病机制。
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血小板蛋白和内容物包括PF4、TSP1、TGFβ、PDGF和5-HT可能参与巨核细胞的生长调控，PF4、TSP1和TGFβ作为负性调节剂，而PDGF和5-HT作为正性调节剂。
志谢 本文的英文稿得到澳大利亚血栓形成与凝血学会主席、新南威尔士大学Prine of Wales医院血液科Chong教授的审阅，特表谢意，同时感谢重庆医科大学附属儿童医院杨锡强教授对中文稿的审阅
参考文献
1 Kaushansky K. Thrombopoietin: the primary regulator of platelet production.Blood, 1995,86:419-426.
2 Avraham H,Ellis MH,Jhun BH, et al. Tyrosine kinases in megakaryocytopoiesis. Stem Cell, 1995,13:380-387.
, 百拇医药
3 Vigon I,Mornon JP,Cocault L, et al. Molecular cloning and characterzation of MPL, the human homolog of the v-mpl oncogen identification of a member of the hematopoietic growth factor receptor superfamily. Proc Nalt Acad Sci USA 1993,89:5640-5652.
4 Debili N,Wendling F,Cosman D, et al. The Mpl receptor is expressed in the megakaryocytic lineage from late progenitor to platelets.Blood, 1995,85:391-401.
5 Sungaran R,Markovic B,Chong BH. Localization and regulation of thrombopoietin mRNA expression in human kidney,liver bone marrow,and spleen using In Situ Hybridization.Blood 1997,89:101-107.
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6 Bunting S,Widmer R,Lipari T, et al. Normal platelet and megakaryocytes are produced in vivo in the absence of thrombopoietin. Blood, 1997, 90:3423-3430.
7 Yang M,Hogg PJ,Gao RL et al. Effects of b-TG and PF4 on megakaryocytopoiesis. Proceedings of VIII Congress Asian Pacific Division International Society of Haematology.Brisbane,1995;63-68.
8 Han ZC,Sensebe L, Abgrall JF, et al. Platelet factor 4 inhibits human megakaryocytopoiesis in vitro.Blood, 1990,75:1234-1239.
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9 Yang M,Hogg PJ, Chesterman CN, et al. Mitogenic effect of TPO on megakaryocytopoiesis reduced by TSP1.Int J Hematol, 1996,64(Suppl. 1):S29-840.
10 Chen YZ, Incardona F, Legrand C, et al. Thrombospondin, a negative modulator of megakaryocytopoiesis. J Lab Clin Med, 1997,129:231-238.
11 Abgrall JF, Han ZC, Sensebe L, et al. Inhibitory effect of highly purified human platelet beta- thromboglobulin on in vitro human megakaryocyte colony formation.Exp Hematol, 1991,19:202-205.
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12 Mitjavila MT, Villnci G, Villeval JL, et al. Human platelet α granules contain a nonspecific inhibitor of megakaryocyte colony formation: Its relationship to type β transforming growth factor (TGF-β). J Cell Physiol, 1988,143:93-99.
13 Yang M, Chesterman CN, Chong BH. Recombinant PDGF enhances megakaryocytopoiesis in vitro.Br J Hamatol, 1995,91:285-289.
14 Yang M, Khachigian LM,Hicks C, et al. Identification PDGF receptors on human megakaryocytes and megakaryocytic cell lines. Thromb Haemostas, 1997,78:892-296.
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15 Yang M, Chesterman CN, Chong BH. Effect of PDGF on murine granulocyte-macrophage colony formation in vitro.Exp Haematol, 1994,22:738.
16 Seuwen K,Pouyssegur J. Serotonin as a growth factor. Biochem Pharmacol, 1990,39:985.
17 Yang M, Sridiatkhachorn A, Anthony M, et al. Serotonin stimulates megakaryocytopoiesis via 5HT2 receptors. Blood Coagulation Fibrinolysis, 1996, 6:127-133.
18 Yang M,Srikiathchorn A, Anthony M, et al. Serotonin uptake, storage and metabolism in megakaryoblasts. Int J Hematol, 1996,63:137-142.
19 Basser RL, Rasko JE, Clarke K, et al. Randomized, blinded, placebo- controlled phase I trial of pegylated recombinant human megakaryocyte growth and development factor with filgrastim after dose-intensive chemotherapy in patients with advanced cancer. Blood, 1997,89:3118-3132., http://www.100md.com