成熟心肌细胞培养的历史回顾及进展
作者：商立军 臧益民 臧伟进 朱妙章 周士胜
单位：商立军(第四军医大学生理学教研室，陕西 西安 710032)；臧益民(第四军医大学生理学教研室，陕西 西安 710032)；朱妙章(第四军医大学生理学教研室，陕西 西安 710032)；周士胜(第四军医大学生理学教研室，陕西 西安 710032)；臧伟进(西安医科大学心血管生理药理研究室)
关键词：细胞，培养的；心肌；综述文献
心脏杂志000113摘 要：本文简述成熟心肌细胞培养的历史发展、基本方法及运用分子生物学技术培养心肌细胞的最新进展。
中图分类号：Q813.11 文献标识码：A 文章编号：1005-3271(2000)-01-0037-03
近二十年来，在培养基中保存分离原代心肌细胞，一直被用作成熟心肌的一个模型。当前，运用分子生物学技术进行心脏生理学研究，已成为广大心血管研究领域的常用方法,因而，心肌细胞培养技术愈显重要。由于急性分离的心肌细胞在基因表达发生变化所需时间内不能保持存活状态，因此将心肌细胞保存于培养基中是十分必要的。
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1 历史回顾
首次对心脏组织进行培养是在80多年以前，当时Burrous(1912)对移出的鸡胚心脏组织块进行培养，并观察到单个的个体细胞发生迁移，离开移出物。43年后，心肌组织被分离并以单个细胞的形式保存于培养基中；Cavanough(1955) 第一个对鸡胚心肌细胞进行分离和保存，而后，Harary和Farley(1960) 首次培养了哺乳动物心肌细胞。成熟心肌细胞通过闰盘和细胞外基质彼此紧密连接在一起， 因此很难进行分离。直到1976年，才首次提出一种有效的分离活的成熟心室肌细胞的方法，并于1977年，首次培养了成熟心肌细胞。 大多数使用培养心肌细胞进行的长期研究，是施于胚胎期和新生期心肌细胞的。然而， 就在体心肌的研究而言，更倾向于以成熟心肌细胞为研究对象。由于在发育过程中，离子通道和收缩蛋白异型体的表达可能发生变化。所以，很难将胚胎期和新生期心肌细胞培养的结论应用到完全分化的成熟心肌细胞。在此之前，已经有人对成熟心肌细胞培养的早期研究，进行了回顾[1，2];而近些年来， 人们开始研究心肌细胞的收缩性和电生理特性，并开发了许多新技术，使培养基中心肌细胞的特性得到了更好的保持[3]；此外，培养的成熟心肌细胞已应用于分子生物学实验[4] 。因而成熟心肌细胞的培养又受到重视，对其方法的研究也日渐增多。
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2 为什么要使用培养细胞？
对电生理实验而言，心肌细胞培养具备比急性分离心肌细胞制备更多的优点。它能提供单个细胞的同源性集落，这种集落在记录腔内可视且易于控制。这样，我们就可以在一个可控制的环境中对心肌细胞的特性进行检测，而不受非心肌细胞(如成纤维细胞和内皮细胞)的干扰。培养的心肌细胞还有其它一些潜在的优点:①酶解分离过程中心肌细胞遭到破坏,培养的心肌细胞可为损伤的修复提供时间， 包括被破坏的膜蛋白(如受体、离子通道)的重新表达。②急性分离的心肌细胞不适于较长时间的研究，而培养的心肌细胞就克服了这一缺点。一般说来，急性分离的心肌细胞只能在8到12 h内维持良好状态。相比之下，根据所使用培养条件的不同，成熟的培养心肌细胞可在数天至数周内保持存活状态。较长时间的研究还涉及用于保持细胞环境的控制，即使体液因素对心肌细胞的影响独立于其它许多体内刺激。③它使得应用分子生物学技术在单个心肌细胞内对蛋白质表达进行调控成为可能。这些技术的关键依赖于在培养基中保存心肌细胞，使之在细胞蛋白表达发生变化的同时保持存活状态。④在培养基中保存心肌细胞，对于未来解决获取人类或灵长类心脏组织的困难也许会有所帮助。如果心肌细胞可在培养基中得以保存，那么培养心肌细胞这项技术除了具有实验方面的优点，还因为它可以减少动物消耗，同时也可以减少分离细胞花费的时间和费用。
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培养的心肌细胞尽管有这些潜在的优点，但它显然无法代替整个动物或完整的心脏标本。心肌细胞会对培养产生适应，因此不能认为它处于一种稳定的状态。当细胞由体内环境的三维性转为对培养皿环境的二维特性进行适应时，细胞骨架成分和收缩蛋白发生重组，其“去分化(redifferentiation)”(即向胎儿表型的逆转)发生到何种程度还不清楚[5]。同时许多成熟心肌的在体特性，甚至在形态最为多变的状态下，似乎已经被观察到[6]。因此，在考虑培养心肌细胞制备的价值时，可以说它是急性分离心肌细胞的有益补充，同时也代表了一种体内成熟心肌组织的颇有用处的模型，为各种研究，尤其是为那些较长时间的研究提供帮助。
3 成熟心室肌细胞培养的方法
按照最初Jacobson和Piper(1986)[1]所定义的，有两种最基本的培养成熟心室肌细胞方法。第一种方法是将心肌细胞保存于含血清的培养基中，细胞通常不吸附于培养基表面。在这种情况下心肌细胞保持悬浮状态并且变为球形，失去其体内的柱状形态。悬浮2到4 d后，细胞吸附于培养基表面并开始“扩展”，向各个方向伸出伪足样突起。在“扩展”过程中，超微结构的改变表明发生了“去分化”，正因为这个原因，这种培养技术被称为“去分化”方法[1]。心肌细胞再生出广泛的T管系统、SR和线粒体。随着时间的推移，心肌细胞培养基会趋向于自发的收缩。如果与邻近细胞形成联系，所有细胞会自发的同时收缩，这表明有功能的缝隙连接再度表达[1]。
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“去分化”培养模式的优点是，心肌细胞能保存数周到数月。但是，这样培养的心肌细胞在结构上有别于在体心肌，并且经常呈现自发性收缩。这些特异收缩区别于分离过程后与SR高钙含量或钙耐量失控相关的收缩。 “去分化”培养基中观察到的自发收缩的机制，可与完整新生儿组织的收缩活动相类似，可能由血清中所含的儿茶酚胺和其它正性肌力因子引起。另一方面，具有自发活动性的培养物在功能上有别于正常的在体成熟心肌细胞。而且，使用“去分化”方法培养的心肌细胞要求外部培养基中含血清。血清中包含许多未知浓度的生长因子和激素，其中每个因素也许都会对心肌细胞产生不可定量的影响。由于这些原因，更倾向于在已定义培养基中培养细胞[2]。
第二种培养技术被称作“快速吸附”方法[1]。它是预先用吸附因子对培养基表面进行处理，并将心肌细胞在无血清培养基中铺开，而后3 h内细胞就会吸附于培养基表面。使用这种技术，细胞能在1到2星期内保持急性分离心肌细胞的柱形、纹状形态。
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使用“快速粘附”方法培养的心肌细胞不自发收缩，也不需要血清，并且能存活14 d。常规情况下，95%柱形细胞的同源性集落都可以获得。无血清环境不支持非心肌细胞增生，因而也就不需要抗有丝分裂因子。随着技术的发展，有可能通过“快速吸附”方法延长心肌细胞的存活时间，创造更好的成熟心肌长期体外模型。
4 利用分子生物学技术培养心肌细胞的前景
当前，保持和刚分离细胞所有特性一样的培养细胞还不可能，然而对许多应用来说要求并不那么严格，如果一个或几个心肌的生理指标在培养中保持不变，就可以使用分子生物学技术对它们进行研究，而不考虑其他无关性质的改变，最近的一个Ikur分子基础的研究正说明了这一点[7]。
研究心血管系统蛋白功能的另一种途径包括筛选Zebrafish[8]的变异。在透明的Zebrafish胚胎中心血管系统清晰可见，那些影响形态和功能的变异也可辨认出来。在一些特异的组织细胞型中，转基因技术可以定向过度表达转基因产物或选择性剪切基因。 控制特异基因表达的影响因素可以在整个动物或细胞水平进行研究，这些资料已有许多。 另外控制蛋白质表达的其他技术是反义寡核酸法(阻断表达[9])或腺病毒技术(过表达的一种选择性蛋白[10])。 在这两个方法中，发生变化所需的时间大约2～4 d，刚分离的肌细胞很长时间内不能存活，因此需要培养的细胞。显示了各种各样的表型的心肌细胞索是一种充满供给的细胞，可能适合许多实验。细胞索和新生细胞也都可以比较容易的转染编码外源基因的质粒。然而，为了研究在体内成熟心脏中存在的分子机制，利用完全分化的成熟心肌细胞也是合适的。
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现在有许多将有效的外源DNA导入成熟心肌细胞的方法，但是， 虽然低效的转染对许多研究是禁止的，阳离子脂质体还是可以用来增加细胞膜通透性，允许质粒和寡核苷酸进入[9]。为了得到高效的基因转录， 可以用重组腺病毒感染细胞的新技术[10]。缺链腺病毒的复制体可用载体，将带有引物区的外源β-半乳糖苷或虫荧光素酶导入培养心肌细胞。两天后可有80%以上的转染效率，细胞存活率无下降，柱形细胞的百分率较未感染腺病毒的心肌细胞仅有一点降低[10]。腺病毒介导的基因转移是一些研究外源营养刺激下的转录调控和抑制心肌细胞分裂的信号转导途径的工具[11]。通过腺病毒介导的基因转导， β-肾上腺素信号途径也可以上调[4]。在培养的成年兔心室肌细胞中，人β-肾上腺素能受体和β-肾上腺素受体激酶抑制肽过度表达，两种转基因方法都可对异丙肾上腺素的处理产生应答，表现为细胞内cAMP和腺苷酸环化酶活性升高[5]。
另一种转染技术是将DNA装入包有紫外杀伤的日本脑炎病毒的脂质体中， 这种方法可以增进靶细胞膜与脂质体的融合，结果DNA被高效的转染到细胞中[12]。这种技术的优点与腺病毒基因转录不同，它可将任何大小的DNA包入， 而且可利用现有构思、不用额外准备。这种技术已表明在新生小鼠心肌细胞上有效，但目前仍不能确定它在培养的成熟心肌细胞中是否也有效，虽然已在成年大鼠体内心肌转染成功[12]。
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5 结语
培养的成熟心肌细胞已成为一种有用的实验标本，在心脏学研究领域中，也为其它应用的体内心肌模型作以补充。近年，培养的心肌细胞被用于分子生物学实验中，将外源基因和反义核苷酸链号导入成熟心肌细胞的行之有效的方法已投入应用，这就是它价值的主要体现。由于修饰基因表达的分子生物学技术不断的发展，我们预测，培养的成熟心肌细胞会显得越来越重要。
参考文献：
[1] Jacobson SL,Piper HM. Cell cultures of adult cardiomyocytes as models of the myocardium[J]. J Mol Cell Cardiol,1986,18:661.
[2] Piper HM,Volz A,Schwartz P. Adult ventricular rat heart muscle cells . In Piper HM,editors. Cell culture techniques in heart and vessel research[M]. Berlin:Springer-Verlag,1990:36～60
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[3] Schackow TE,Decker RS,Ten Eick RE. Electrophysiology of adult cat cardiac ventricular myocytes:changes during primary culture[J]. Am J Physiol,1995,268:C1002.
[4] Drazner MH,Peppel KC,Dyer S,et al. Potentiation of beta-adrenergic siganaling by adenoviral-mediated gene transfer in adult rabbit ventricular myocytes[J]. J clin Invest,1997,99:288.
[5] Benardeau A,Hatem SN,Ruckermartin C,et al. Primary culture of human atrial myocytes is associated with the appearance of structural and functional characteristics of immature myocardium[J]. J Mol Cell Cardiol,1997,29:1307.
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[6] Bugaisky LB,Zak R. Dedifferentiation of adult rat cardiac myocytes in cell culture[J]. Circ Res,1989,64:493.
[7] Feng JL,Wible B,Li GR,et al. Antisense oligodeoxynucleotides directed against Kv1.5 mRNA specifically inhibit ultrarapid delayed rectifier K+ current in cultured adult human atrial myocytes[J]. Circ Res,1997,80:572.
[8] Roush W. A zebrafish genome project? [J]. Science,1997,275:923.
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[9] Wagner RW. Gene inhibition using antisnse oligodeoxynucleotides[J]. Nature, 1994,372:333.
[10] Kirshenbaum LA,MacLellan WR,Mazur W,et al. Highly efficient gene transfer into adult ventricular myocytes by recombinant adenovirus[J]. J Clin Invest,1993,92:381.
[11] Kirshenbaum LA,Abdellatif M,Chakraborty S,et al. Human E2F-1 reactivates cell cycle gene transcription[J]. Dev Biol,1996,179:402.
[12] Ellson KE,Bishopri NH,Webster KA,et al. Fusigenic liposomemediated DNA trnsfer into cardiac myocytes[J]. J Mol Cell Cardiol,1996,28:1385.
(收稿 1999-07-14), 百拇医药
单位：商立军(第四军医大学生理学教研室，陕西 西安 710032)；臧益民(第四军医大学生理学教研室，陕西 西安 710032)；朱妙章(第四军医大学生理学教研室，陕西 西安 710032)；周士胜(第四军医大学生理学教研室，陕西 西安 710032)；臧伟进(西安医科大学心血管生理药理研究室)
关键词：细胞，培养的；心肌；综述文献
心脏杂志000113摘 要：本文简述成熟心肌细胞培养的历史发展、基本方法及运用分子生物学技术培养心肌细胞的最新进展。
中图分类号：Q813.11 文献标识码：A 文章编号：1005-3271(2000)-01-0037-03
近二十年来，在培养基中保存分离原代心肌细胞，一直被用作成熟心肌的一个模型。当前，运用分子生物学技术进行心脏生理学研究，已成为广大心血管研究领域的常用方法,因而，心肌细胞培养技术愈显重要。由于急性分离的心肌细胞在基因表达发生变化所需时间内不能保持存活状态，因此将心肌细胞保存于培养基中是十分必要的。
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1 历史回顾
首次对心脏组织进行培养是在80多年以前，当时Burrous(1912)对移出的鸡胚心脏组织块进行培养，并观察到单个的个体细胞发生迁移，离开移出物。43年后，心肌组织被分离并以单个细胞的形式保存于培养基中；Cavanough(1955) 第一个对鸡胚心肌细胞进行分离和保存，而后，Harary和Farley(1960) 首次培养了哺乳动物心肌细胞。成熟心肌细胞通过闰盘和细胞外基质彼此紧密连接在一起， 因此很难进行分离。直到1976年，才首次提出一种有效的分离活的成熟心室肌细胞的方法，并于1977年，首次培养了成熟心肌细胞。 大多数使用培养心肌细胞进行的长期研究，是施于胚胎期和新生期心肌细胞的。然而， 就在体心肌的研究而言，更倾向于以成熟心肌细胞为研究对象。由于在发育过程中，离子通道和收缩蛋白异型体的表达可能发生变化。所以，很难将胚胎期和新生期心肌细胞培养的结论应用到完全分化的成熟心肌细胞。在此之前，已经有人对成熟心肌细胞培养的早期研究，进行了回顾[1，2];而近些年来， 人们开始研究心肌细胞的收缩性和电生理特性，并开发了许多新技术，使培养基中心肌细胞的特性得到了更好的保持[3]；此外，培养的成熟心肌细胞已应用于分子生物学实验[4] 。因而成熟心肌细胞的培养又受到重视，对其方法的研究也日渐增多。
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2 为什么要使用培养细胞？
对电生理实验而言，心肌细胞培养具备比急性分离心肌细胞制备更多的优点。它能提供单个细胞的同源性集落，这种集落在记录腔内可视且易于控制。这样，我们就可以在一个可控制的环境中对心肌细胞的特性进行检测，而不受非心肌细胞(如成纤维细胞和内皮细胞)的干扰。培养的心肌细胞还有其它一些潜在的优点:①酶解分离过程中心肌细胞遭到破坏,培养的心肌细胞可为损伤的修复提供时间， 包括被破坏的膜蛋白(如受体、离子通道)的重新表达。②急性分离的心肌细胞不适于较长时间的研究，而培养的心肌细胞就克服了这一缺点。一般说来，急性分离的心肌细胞只能在8到12 h内维持良好状态。相比之下，根据所使用培养条件的不同，成熟的培养心肌细胞可在数天至数周内保持存活状态。较长时间的研究还涉及用于保持细胞环境的控制，即使体液因素对心肌细胞的影响独立于其它许多体内刺激。③它使得应用分子生物学技术在单个心肌细胞内对蛋白质表达进行调控成为可能。这些技术的关键依赖于在培养基中保存心肌细胞，使之在细胞蛋白表达发生变化的同时保持存活状态。④在培养基中保存心肌细胞，对于未来解决获取人类或灵长类心脏组织的困难也许会有所帮助。如果心肌细胞可在培养基中得以保存，那么培养心肌细胞这项技术除了具有实验方面的优点，还因为它可以减少动物消耗，同时也可以减少分离细胞花费的时间和费用。
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培养的心肌细胞尽管有这些潜在的优点，但它显然无法代替整个动物或完整的心脏标本。心肌细胞会对培养产生适应，因此不能认为它处于一种稳定的状态。当细胞由体内环境的三维性转为对培养皿环境的二维特性进行适应时，细胞骨架成分和收缩蛋白发生重组，其“去分化(redifferentiation)”(即向胎儿表型的逆转)发生到何种程度还不清楚[5]。同时许多成熟心肌的在体特性，甚至在形态最为多变的状态下，似乎已经被观察到[6]。因此，在考虑培养心肌细胞制备的价值时，可以说它是急性分离心肌细胞的有益补充，同时也代表了一种体内成熟心肌组织的颇有用处的模型，为各种研究，尤其是为那些较长时间的研究提供帮助。
3 成熟心室肌细胞培养的方法
按照最初Jacobson和Piper(1986)[1]所定义的，有两种最基本的培养成熟心室肌细胞方法。第一种方法是将心肌细胞保存于含血清的培养基中，细胞通常不吸附于培养基表面。在这种情况下心肌细胞保持悬浮状态并且变为球形，失去其体内的柱状形态。悬浮2到4 d后，细胞吸附于培养基表面并开始“扩展”，向各个方向伸出伪足样突起。在“扩展”过程中，超微结构的改变表明发生了“去分化”，正因为这个原因，这种培养技术被称为“去分化”方法[1]。心肌细胞再生出广泛的T管系统、SR和线粒体。随着时间的推移，心肌细胞培养基会趋向于自发的收缩。如果与邻近细胞形成联系，所有细胞会自发的同时收缩，这表明有功能的缝隙连接再度表达[1]。
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“去分化”培养模式的优点是，心肌细胞能保存数周到数月。但是，这样培养的心肌细胞在结构上有别于在体心肌，并且经常呈现自发性收缩。这些特异收缩区别于分离过程后与SR高钙含量或钙耐量失控相关的收缩。 “去分化”培养基中观察到的自发收缩的机制，可与完整新生儿组织的收缩活动相类似，可能由血清中所含的儿茶酚胺和其它正性肌力因子引起。另一方面，具有自发活动性的培养物在功能上有别于正常的在体成熟心肌细胞。而且，使用“去分化”方法培养的心肌细胞要求外部培养基中含血清。血清中包含许多未知浓度的生长因子和激素，其中每个因素也许都会对心肌细胞产生不可定量的影响。由于这些原因，更倾向于在已定义培养基中培养细胞[2]。
第二种培养技术被称作“快速吸附”方法[1]。它是预先用吸附因子对培养基表面进行处理，并将心肌细胞在无血清培养基中铺开，而后3 h内细胞就会吸附于培养基表面。使用这种技术，细胞能在1到2星期内保持急性分离心肌细胞的柱形、纹状形态。
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使用“快速粘附”方法培养的心肌细胞不自发收缩，也不需要血清，并且能存活14 d。常规情况下，95%柱形细胞的同源性集落都可以获得。无血清环境不支持非心肌细胞增生，因而也就不需要抗有丝分裂因子。随着技术的发展，有可能通过“快速吸附”方法延长心肌细胞的存活时间，创造更好的成熟心肌长期体外模型。
4 利用分子生物学技术培养心肌细胞的前景
当前，保持和刚分离细胞所有特性一样的培养细胞还不可能，然而对许多应用来说要求并不那么严格，如果一个或几个心肌的生理指标在培养中保持不变，就可以使用分子生物学技术对它们进行研究，而不考虑其他无关性质的改变，最近的一个Ikur分子基础的研究正说明了这一点[7]。
研究心血管系统蛋白功能的另一种途径包括筛选Zebrafish[8]的变异。在透明的Zebrafish胚胎中心血管系统清晰可见，那些影响形态和功能的变异也可辨认出来。在一些特异的组织细胞型中，转基因技术可以定向过度表达转基因产物或选择性剪切基因。 控制特异基因表达的影响因素可以在整个动物或细胞水平进行研究，这些资料已有许多。 另外控制蛋白质表达的其他技术是反义寡核酸法(阻断表达[9])或腺病毒技术(过表达的一种选择性蛋白[10])。 在这两个方法中，发生变化所需的时间大约2～4 d，刚分离的肌细胞很长时间内不能存活，因此需要培养的细胞。显示了各种各样的表型的心肌细胞索是一种充满供给的细胞，可能适合许多实验。细胞索和新生细胞也都可以比较容易的转染编码外源基因的质粒。然而，为了研究在体内成熟心脏中存在的分子机制，利用完全分化的成熟心肌细胞也是合适的。
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现在有许多将有效的外源DNA导入成熟心肌细胞的方法，但是， 虽然低效的转染对许多研究是禁止的，阳离子脂质体还是可以用来增加细胞膜通透性，允许质粒和寡核苷酸进入[9]。为了得到高效的基因转录， 可以用重组腺病毒感染细胞的新技术[10]。缺链腺病毒的复制体可用载体，将带有引物区的外源β-半乳糖苷或虫荧光素酶导入培养心肌细胞。两天后可有80%以上的转染效率，细胞存活率无下降，柱形细胞的百分率较未感染腺病毒的心肌细胞仅有一点降低[10]。腺病毒介导的基因转移是一些研究外源营养刺激下的转录调控和抑制心肌细胞分裂的信号转导途径的工具[11]。通过腺病毒介导的基因转导， β-肾上腺素信号途径也可以上调[4]。在培养的成年兔心室肌细胞中，人β-肾上腺素能受体和β-肾上腺素受体激酶抑制肽过度表达，两种转基因方法都可对异丙肾上腺素的处理产生应答，表现为细胞内cAMP和腺苷酸环化酶活性升高[5]。
另一种转染技术是将DNA装入包有紫外杀伤的日本脑炎病毒的脂质体中， 这种方法可以增进靶细胞膜与脂质体的融合，结果DNA被高效的转染到细胞中[12]。这种技术的优点与腺病毒基因转录不同，它可将任何大小的DNA包入， 而且可利用现有构思、不用额外准备。这种技术已表明在新生小鼠心肌细胞上有效，但目前仍不能确定它在培养的成熟心肌细胞中是否也有效，虽然已在成年大鼠体内心肌转染成功[12]。
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培养的成熟心肌细胞已成为一种有用的实验标本，在心脏学研究领域中，也为其它应用的体内心肌模型作以补充。近年，培养的心肌细胞被用于分子生物学实验中，将外源基因和反义核苷酸链号导入成熟心肌细胞的行之有效的方法已投入应用，这就是它价值的主要体现。由于修饰基因表达的分子生物学技术不断的发展，我们预测，培养的成熟心肌细胞会显得越来越重要。
参考文献：
[1] Jacobson SL,Piper HM. Cell cultures of adult cardiomyocytes as models of the myocardium[J]. J Mol Cell Cardiol,1986,18:661.
[2] Piper HM,Volz A,Schwartz P. Adult ventricular rat heart muscle cells . In Piper HM,editors. Cell culture techniques in heart and vessel research[M]. Berlin:Springer-Verlag,1990:36～60
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[3] Schackow TE,Decker RS,Ten Eick RE. Electrophysiology of adult cat cardiac ventricular myocytes:changes during primary culture[J]. Am J Physiol,1995,268:C1002.
[4] Drazner MH,Peppel KC,Dyer S,et al. Potentiation of beta-adrenergic siganaling by adenoviral-mediated gene transfer in adult rabbit ventricular myocytes[J]. J clin Invest,1997,99:288.
[5] Benardeau A,Hatem SN,Ruckermartin C,et al. Primary culture of human atrial myocytes is associated with the appearance of structural and functional characteristics of immature myocardium[J]. J Mol Cell Cardiol,1997,29:1307.
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[6] Bugaisky LB,Zak R. Dedifferentiation of adult rat cardiac myocytes in cell culture[J]. Circ Res,1989,64:493.
[7] Feng JL,Wible B,Li GR,et al. Antisense oligodeoxynucleotides directed against Kv1.5 mRNA specifically inhibit ultrarapid delayed rectifier K+ current in cultured adult human atrial myocytes[J]. Circ Res,1997,80:572.
[8] Roush W. A zebrafish genome project? [J]. Science,1997,275:923.
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[9] Wagner RW. Gene inhibition using antisnse oligodeoxynucleotides[J]. Nature, 1994,372:333.
[10] Kirshenbaum LA,MacLellan WR,Mazur W,et al. Highly efficient gene transfer into adult ventricular myocytes by recombinant adenovirus[J]. J Clin Invest,1993,92:381.
[11] Kirshenbaum LA,Abdellatif M,Chakraborty S,et al. Human E2F-1 reactivates cell cycle gene transcription[J]. Dev Biol,1996,179:402.
[12] Ellson KE,Bishopri NH,Webster KA,et al. Fusigenic liposomemediated DNA trnsfer into cardiac myocytes[J]. J Mol Cell Cardiol,1996,28:1385.
(收稿 1999-07-14), 百拇医药