微包囊肝细胞移植研究进展
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作者：陈伟 吴浩荣
单位：陈伟(215006 苏州医学院附属第二医院普外科)； 吴浩荣(215006 苏州医学院附属第二医院普外科)
关键词：
江苏医药000126 自1970年肝细胞移植动物实验首次报道成功以来，该技术发展迅速，受到广泛重视。但肝细胞的保存、免疫排斥反应等，仍然是困扰该技术发展的主要问题。近年来，随着生物微包囊技术的广泛应用使肝细胞移植有了更广阔的发展前景。
本文根据近十几年来的有关文献，对包囊肝细胞移植的几个重要问题作一简要综述。
一、肝细胞的分离与保存
分离肝细胞的方法有多种，包括：机械分离法，EDTA螯合法，酶解法等。机械分离法出现于半个世纪前，由于分离的肝细胞存活率较低，渐被弃用。Howard等(1967)首先建立了胶原酶灌注法以获得存活率较高的肝细胞，但该法仅能获得占供肝约5%的肝细胞[1]。Berry和Seglen等完善并发展了Howard方法，建立了两步胶原酶灌注法，先经门静脉用含EDTA无Ca2+缓冲液对供肝行原位灌注，降低肝细胞间连接度，再用含0.05%胶原酶缓冲液行肝脏体外循环灌注，约20～30分钟即可获得分散肝细胞。其细胞存活率达90%。该方法几乎可收获供肝全部肝细胞。由于细胞收获率和存活率较高，故在肝细胞移植中被广泛采用[2，3]。其后许多学者在其基础上加以改进，减少肝细胞在分离过程中的损害。Aiken等采用下腔静脉插管的逆向胶原酶灌注法分离肝细胞，减少了对细胞的伤害，肝细胞存活率接近100%[4]。Jorg等应用五步胶原酶动脉灌注法(即EDTA缓冲液灌注、无Ca缓冲液清洗、含Ca缓冲液清洗、胶原酶灌注、细胞培养介质灌注)分离人肝细胞，在与两步胶原酶灌注法和EDTA螯合法的比较中发现，五步法有较高的细胞收获率和存活率[5]。
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因体外模拟肝细胞的生长环境十分困难，而其对环境改变又非常敏感，故体外保存肝细胞很困难。标准的肝细胞冷冻方法对肝细胞的损害较大，而在此基础上的一些改良方法则步骤繁琐、代价昂贵，不能推广。最新的研究表明：微包囊肝细胞可对抗冷冻造成的损害，效果良好。Vivek(1993)等将肝细胞用藻酸钠-聚赖氨酸-藻酸钠复合膜(APLA)包裹制成游离肝细胞囊(Isolated Encapsulated Hepatocytes，IEH)，加入冰冻存液，在-70℃条件下保存24小时后置入液氮内，使之成为冰冻IEH(cryopreserved IEH，cIEH)。实验证明，制成的cIEH与正常肝细胞一样具有合成尿素和白蛋白的功能，cIEH和IEH与对照组相比均可明显降低Gunn鼠(先天性缺乏胆红素-尿酐二磷酸-葡萄糖醛酸转移酶，UDPGT)体内的未结合胆红素水平，尤以冻存1周后的cIEH效果最佳。移植1个月其降低胆红素的效果仍然显著[6]。
二、微囊包膜材料和微囊膜
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1.材料和技术
用于包膜肝细胞的生物材料有多种，其中最常见的是用藻酸钠、聚赖氨酸制成生物半透膜(APLA)来包裹肝细胞。这项技术于1980年问世，首先被应用于胰岛移植[7]。Anthony和Cai等(1986)较早的研究将大鼠肝细胞包裹在APLA膜内治疗急性肝衰竭的患鼠。具体方法为：将肝细胞(2×107)悬浮在2ml含0.045%(wt/vol)胶原和1.5%(wt/vol)藻酸钠的生理盐水中，在静电场作用下形成的特殊液滴经注射器泵打出，收集在乳酸钙溶液中。乳胶状滴液经生理盐水洗涤后悬浮于0.05%聚-L-赖氨酸中数分钟，再用生理盐水洗涤后悬浮于0.15%藻酸钠中数分钟，洗涤后与55mM的柠檬酸钠作用几分钟，制成微包囊(IEH)。其直径约为0.25～0.35mm。胎盼蓝排除实验证实，包膜后肝细胞存活率约为70%，微囊移植入小鼠膜腔后50%的肝细胞可存活达1月左右[8]。近来，有些研究者应用一种称为复合凝聚的技术(complex coacervation technique)制备半透膜包裹肝细胞。即利用聚阳离子复合物(如聚氨基葡糖)和聚阴离子复合物(如羟甲基纤维素钠，CMC和硫酸软骨素A，CSA)的相互作用形成生物半透膜包裹细胞[9～12]。Howard等(1993)利用上述技术合成生物膜包裹肝细胞，制成的微囊直径约为1.0～1.3mm，囊壁厚约5～7mm。Howard将其与APLA膜比较认为：该技术更简单，在膜的通透性、膜的强度、细胞粘附性上更为优越[12]。
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2.微囊膜的免疫隔离作用
生物材料制成的微囊膜能阻止大分子物质进入膜内，但又不影响小分子物质的转运。免疫细胞、免疫球蛋白和补体成分因分子量大，故无法进入膜内与异体肝细胞接触。因而微包囊肝细胞移植不会引起排斥反应。Vivek(1990)等用APLA膜包裹肝细胞，将制成的IEH植入Gunn鼠腹腔内治疗高胆红素血症。移植后4周解剖小鼠，发现大量IEH聚集在门脉系统周围，以及胰腺和肝脏的表面。另外，尚有较多游离IEH吸附在大网膜上。显微镜下可以看到有新生的小血管侵入IEH聚集区，IEH呈网格状排列。每个微囊周围都有结缔组织包绕，但未发现有炎症细胞浸润。而在一些已破裂的微囊周围则可以见到有炎症细胞浸润，并有巨噬细胞吞噬供体细胞的现象[13]。
实验表明，包裹在微囊内的肝细胞能发挥正常的生理功能，微囊膜并不影响细胞对底物的应答反应。Bruni(1995)等通过动力学研究分析显示：包囊肝细胞与游离肝细胞的UDPGT同样能催化间接胆红素与尿苷二磷酸葡萄糖醛酸结合形成直接胆红素，并认为微囊膜不会降低UDPGT的催化效率[14]。
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三、包囊肝细胞移植对肝脏疾病治疗的研究
1.治疗急、慢性肝功能衰竭
微包囊肝细胞移植的发展为治疗急、慢性肝功能衰竭提供了一种崭新的方法。Howard(1991)等将包囊肝细胞置于人工循环灌注系统，实验中证实包囊肝细胞具有持续合成尿素的能力并可以降解灌注液中加入药物(如：安定、安基比林)的浓度。Howard认为该方法不仅能避免异体肝细胞与宿主血细胞的直接接触，操作时还不易损伤肝细胞，能为急性肝衰的患者提供短期有效的代谢支持[9]。Cai(1988)等用APLA膜包裹鼠肝细胞，将其植入同种异体急性肝衰竭大鼠(由半乳糖胺诱导)的腹腔内，能明显提高患鼠的生存率[15]。Wong(1988)等用半乳糖胺诱导大鼠肝衰模型，随机抽取分成对照组和治疗组。对照组大鼠腹腔内植入不含肝细胞的微球囊，治疗组则植入APLA膜包裹的肝细胞。研究发现，治疗组大鼠的生存率显著高于对照组[16]。此外，包囊肝细胞移植在肝衰动物实验上有良好的肝功能支持效果，其作用是植入的肝细胞发挥的功能，还是与植入的细胞提供给受体的某种养肝因子有关，争论较多，尚待进一步研究。
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2.治疗先天性肝酶缺陷疾病
包囊肝细胞移植治疗某些遗传性肝脏代谢障碍疾病已经有了较大进展。Vives(1990)等将Gunn鼠随机分为四组。第一组腹腔内均植入APLA膜制备的IEH(含5×107正常鼠肝细胞)，第二组腹腔内植入游离鼠肝细胞(5×107)，第三组植入空微囊5ml，第四组未移植。实验发现第一组移植后血清胆红素显著下降，并呈双相波峰表现。移植后4天胆红素降至术前的53%，然后逐渐升高，第6天后再次下降，胆红素水平稳定在术前的35%并持续约1个月。第二组胆红素水平有轻度下降，但无统计学意义。第三、四组无变化。这证明IEH的移植可以恢复Gunn鼠降低血清胆红素的能力，移植游离肝细胞则因免疫排斥而效果不佳[13]。Bruni(1991)等将正常鼠肝细胞包裹在APLA膜内，植入Gunn鼠腹腔内(含15×106的肝细胞)。20天后Gunn鼠的血清胆红素由14mg/100ml降至6mg/100ml。此外，再用猪肝细胞制成的IEH(含肝细胞12×106)进行移植，可使Gunn鼠血清胆红素由9.36mg/ml降至4.37mg/ml[17]。为延长IEH降低Gunn鼠血清胆红素的时间，Dixit(1992)等提出了反复包膜肝细胞移植的方案。因一次移植4～6周后，宿住体内的IEH会逐渐失去它们的功能，Dixit等每隔4周将APLA膜包裹的肝细胞植入Gunn鼠的腹腔内，使Gunn鼠的血清胆红素维持在正常水平长达6个月。在研究中发现Gunn鼠血清胆红素较移植前降低约50%，并能耐受反复多次的腹腔移植。这为治疗先天性肝代谢障碍疾病提供了新的思路。
, 百拇医药
尽管近些年来原位肝移植取得了很大进展，但由于手术难度较大、费用昂贵、供体极度缺乏等原因，很难广泛推广。因而某些疾病如先天性酶缺乏病、肝功能衰竭等可望通过肝细胞移植来达到一定的治疗目的。微包囊肝细胞移植不仅同样具有肝细胞移植的一肝多用、技术简便、可重复进行、安全等优点，它还避免了肝细胞移植所遇到的免疫排斥的难题，有着较好的临床应用前景。■
参考文献：
[1]Howard RB，Christensen AK，et al.The enzymatic preparation of isolated intact parenchymal cells from rat liver.J Gell Biol，1967，35：675-679.
[2]Berry MN，Friend DS.High-yield preparation of isolated rat liver parenchymal cells.J Cell Biol，1969，43：506-510.
, 百拇医药
[3]Seglen PO.Preparation of rat liver cells：Effect of calcium on enzymatic dispersion in perfused liver.Exp Cell Res，1972，74：450-457.
[4]Aiken J.Studies in rat liver perfusion for optimal harvest of heptocytes.J Pediatr Surg，1990，25(1)：140-145.
[5]Jorg CG，Jochen B，et al.Comparison of four mass hepatocyte isolation from pig and human livers.Transplantation，1994，57(9)：1318-1324.
[6]Vivek D，Ruth D，et al.Cryopreserved microencapsulated hepatocytes transplantation studies in Gunn rats.Transplantation，1993，55(3)：616-22.
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[7]Lim F，Sun AM.Microencapsulated islets as bioartificial endocrine pancreas.Science，1980，210：908-910.
[8]Anthony MS，Zhuhui C，et al.Microencapsulated hepatocytes as a bioartificial liver.ASAIO Trans，1986，32(1)：39-44.
[9]Howard WTM，Steven OS，et al.Microencapsulated hepatocytes prospects for extracorporeal liver support.ASAIO Trans，1991，37(3)：M328-30.
[10]Howard WTM，Sharmistha B，et al.Performance of plasma-perfused，microencapsulated hepatocytes：Prospects for extracorporeal liver support.J Pediatr Surg，1993，28：1423-1427.
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[11]Srikanth S，Travis P，et al.Rapid hepatocyte spheroid formation：Optimization and long term function in perfused microcapsules.ASAIO J，1997，43(5)：848-852.
[12]Howard WM，Steven OS，et al.Comples coacervate microcapsules for mammalian cell culture and artificial organ development.Biotechnol Prog，1993，9：510-513.
[13]Vivek D，Ruth D，et al.Restoration of liver functioon in Gunn rats without immunosuppression using transplanted microencapsulated hepatocytes. Hepatology， 1990，12(6)：1342-1349.
, 百拇医药
[14]Bruni S，Chang TM.Kinetic analysis of UDP-glucuronosyltrans-ferase in bilirubin conjugation by encapsulated hepatocytes for transplantatin into Gunn rats.Artif Organs，1995，19(5)：449-452.
[15]Cai ZH，Shi ZQ，et al.Microencapsulated hepatocytes for bioarti-ficial liver support.Artif Organs，1988，12(5)：388-393.
[16]Wong H，Chang TM.The viability and regeneration of artificial cell microencapsulated rat hepatocyte xenograft transplants in mice.Biomated Artif Cells Artif Organs，1988，16(4)：731-739.
[17]Bruni S，Chang TM.Encapsulated hepatocytes for controlling hyperbilirubinemia in Gunn rats.Int J Artif Organs，1991，14(4)：239-241., http://www.100md.com
单位：陈伟(215006 苏州医学院附属第二医院普外科)； 吴浩荣(215006 苏州医学院附属第二医院普外科)
关键词：
江苏医药000126 自1970年肝细胞移植动物实验首次报道成功以来，该技术发展迅速，受到广泛重视。但肝细胞的保存、免疫排斥反应等，仍然是困扰该技术发展的主要问题。近年来，随着生物微包囊技术的广泛应用使肝细胞移植有了更广阔的发展前景。
本文根据近十几年来的有关文献，对包囊肝细胞移植的几个重要问题作一简要综述。
一、肝细胞的分离与保存
分离肝细胞的方法有多种，包括：机械分离法，EDTA螯合法，酶解法等。机械分离法出现于半个世纪前，由于分离的肝细胞存活率较低，渐被弃用。Howard等(1967)首先建立了胶原酶灌注法以获得存活率较高的肝细胞，但该法仅能获得占供肝约5%的肝细胞[1]。Berry和Seglen等完善并发展了Howard方法，建立了两步胶原酶灌注法，先经门静脉用含EDTA无Ca2+缓冲液对供肝行原位灌注，降低肝细胞间连接度，再用含0.05%胶原酶缓冲液行肝脏体外循环灌注，约20～30分钟即可获得分散肝细胞。其细胞存活率达90%。该方法几乎可收获供肝全部肝细胞。由于细胞收获率和存活率较高，故在肝细胞移植中被广泛采用[2，3]。其后许多学者在其基础上加以改进，减少肝细胞在分离过程中的损害。Aiken等采用下腔静脉插管的逆向胶原酶灌注法分离肝细胞，减少了对细胞的伤害，肝细胞存活率接近100%[4]。Jorg等应用五步胶原酶动脉灌注法(即EDTA缓冲液灌注、无Ca缓冲液清洗、含Ca缓冲液清洗、胶原酶灌注、细胞培养介质灌注)分离人肝细胞，在与两步胶原酶灌注法和EDTA螯合法的比较中发现，五步法有较高的细胞收获率和存活率[5]。
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因体外模拟肝细胞的生长环境十分困难，而其对环境改变又非常敏感，故体外保存肝细胞很困难。标准的肝细胞冷冻方法对肝细胞的损害较大，而在此基础上的一些改良方法则步骤繁琐、代价昂贵，不能推广。最新的研究表明：微包囊肝细胞可对抗冷冻造成的损害，效果良好。Vivek(1993)等将肝细胞用藻酸钠-聚赖氨酸-藻酸钠复合膜(APLA)包裹制成游离肝细胞囊(Isolated Encapsulated Hepatocytes，IEH)，加入冰冻存液，在-70℃条件下保存24小时后置入液氮内，使之成为冰冻IEH(cryopreserved IEH，cIEH)。实验证明，制成的cIEH与正常肝细胞一样具有合成尿素和白蛋白的功能，cIEH和IEH与对照组相比均可明显降低Gunn鼠(先天性缺乏胆红素-尿酐二磷酸-葡萄糖醛酸转移酶，UDPGT)体内的未结合胆红素水平，尤以冻存1周后的cIEH效果最佳。移植1个月其降低胆红素的效果仍然显著[6]。
二、微囊包膜材料和微囊膜
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1.材料和技术
用于包膜肝细胞的生物材料有多种，其中最常见的是用藻酸钠、聚赖氨酸制成生物半透膜(APLA)来包裹肝细胞。这项技术于1980年问世，首先被应用于胰岛移植[7]。Anthony和Cai等(1986)较早的研究将大鼠肝细胞包裹在APLA膜内治疗急性肝衰竭的患鼠。具体方法为：将肝细胞(2×107)悬浮在2ml含0.045%(wt/vol)胶原和1.5%(wt/vol)藻酸钠的生理盐水中，在静电场作用下形成的特殊液滴经注射器泵打出，收集在乳酸钙溶液中。乳胶状滴液经生理盐水洗涤后悬浮于0.05%聚-L-赖氨酸中数分钟，再用生理盐水洗涤后悬浮于0.15%藻酸钠中数分钟，洗涤后与55mM的柠檬酸钠作用几分钟，制成微包囊(IEH)。其直径约为0.25～0.35mm。胎盼蓝排除实验证实，包膜后肝细胞存活率约为70%，微囊移植入小鼠膜腔后50%的肝细胞可存活达1月左右[8]。近来，有些研究者应用一种称为复合凝聚的技术(complex coacervation technique)制备半透膜包裹肝细胞。即利用聚阳离子复合物(如聚氨基葡糖)和聚阴离子复合物(如羟甲基纤维素钠，CMC和硫酸软骨素A，CSA)的相互作用形成生物半透膜包裹细胞[9～12]。Howard等(1993)利用上述技术合成生物膜包裹肝细胞，制成的微囊直径约为1.0～1.3mm，囊壁厚约5～7mm。Howard将其与APLA膜比较认为：该技术更简单，在膜的通透性、膜的强度、细胞粘附性上更为优越[12]。
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2.微囊膜的免疫隔离作用
生物材料制成的微囊膜能阻止大分子物质进入膜内，但又不影响小分子物质的转运。免疫细胞、免疫球蛋白和补体成分因分子量大，故无法进入膜内与异体肝细胞接触。因而微包囊肝细胞移植不会引起排斥反应。Vivek(1990)等用APLA膜包裹肝细胞，将制成的IEH植入Gunn鼠腹腔内治疗高胆红素血症。移植后4周解剖小鼠，发现大量IEH聚集在门脉系统周围，以及胰腺和肝脏的表面。另外，尚有较多游离IEH吸附在大网膜上。显微镜下可以看到有新生的小血管侵入IEH聚集区，IEH呈网格状排列。每个微囊周围都有结缔组织包绕，但未发现有炎症细胞浸润。而在一些已破裂的微囊周围则可以见到有炎症细胞浸润，并有巨噬细胞吞噬供体细胞的现象[13]。
实验表明，包裹在微囊内的肝细胞能发挥正常的生理功能，微囊膜并不影响细胞对底物的应答反应。Bruni(1995)等通过动力学研究分析显示：包囊肝细胞与游离肝细胞的UDPGT同样能催化间接胆红素与尿苷二磷酸葡萄糖醛酸结合形成直接胆红素，并认为微囊膜不会降低UDPGT的催化效率[14]。
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三、包囊肝细胞移植对肝脏疾病治疗的研究
1.治疗急、慢性肝功能衰竭
微包囊肝细胞移植的发展为治疗急、慢性肝功能衰竭提供了一种崭新的方法。Howard(1991)等将包囊肝细胞置于人工循环灌注系统，实验中证实包囊肝细胞具有持续合成尿素的能力并可以降解灌注液中加入药物(如：安定、安基比林)的浓度。Howard认为该方法不仅能避免异体肝细胞与宿主血细胞的直接接触，操作时还不易损伤肝细胞，能为急性肝衰的患者提供短期有效的代谢支持[9]。Cai(1988)等用APLA膜包裹鼠肝细胞，将其植入同种异体急性肝衰竭大鼠(由半乳糖胺诱导)的腹腔内，能明显提高患鼠的生存率[15]。Wong(1988)等用半乳糖胺诱导大鼠肝衰模型，随机抽取分成对照组和治疗组。对照组大鼠腹腔内植入不含肝细胞的微球囊，治疗组则植入APLA膜包裹的肝细胞。研究发现，治疗组大鼠的生存率显著高于对照组[16]。此外，包囊肝细胞移植在肝衰动物实验上有良好的肝功能支持效果，其作用是植入的肝细胞发挥的功能，还是与植入的细胞提供给受体的某种养肝因子有关，争论较多，尚待进一步研究。
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2.治疗先天性肝酶缺陷疾病
包囊肝细胞移植治疗某些遗传性肝脏代谢障碍疾病已经有了较大进展。Vives(1990)等将Gunn鼠随机分为四组。第一组腹腔内均植入APLA膜制备的IEH(含5×107正常鼠肝细胞)，第二组腹腔内植入游离鼠肝细胞(5×107)，第三组植入空微囊5ml，第四组未移植。实验发现第一组移植后血清胆红素显著下降，并呈双相波峰表现。移植后4天胆红素降至术前的53%，然后逐渐升高，第6天后再次下降，胆红素水平稳定在术前的35%并持续约1个月。第二组胆红素水平有轻度下降，但无统计学意义。第三、四组无变化。这证明IEH的移植可以恢复Gunn鼠降低血清胆红素的能力，移植游离肝细胞则因免疫排斥而效果不佳[13]。Bruni(1991)等将正常鼠肝细胞包裹在APLA膜内，植入Gunn鼠腹腔内(含15×106的肝细胞)。20天后Gunn鼠的血清胆红素由14mg/100ml降至6mg/100ml。此外，再用猪肝细胞制成的IEH(含肝细胞12×106)进行移植，可使Gunn鼠血清胆红素由9.36mg/ml降至4.37mg/ml[17]。为延长IEH降低Gunn鼠血清胆红素的时间，Dixit(1992)等提出了反复包膜肝细胞移植的方案。因一次移植4～6周后，宿住体内的IEH会逐渐失去它们的功能，Dixit等每隔4周将APLA膜包裹的肝细胞植入Gunn鼠的腹腔内，使Gunn鼠的血清胆红素维持在正常水平长达6个月。在研究中发现Gunn鼠血清胆红素较移植前降低约50%，并能耐受反复多次的腹腔移植。这为治疗先天性肝代谢障碍疾病提供了新的思路。
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尽管近些年来原位肝移植取得了很大进展，但由于手术难度较大、费用昂贵、供体极度缺乏等原因，很难广泛推广。因而某些疾病如先天性酶缺乏病、肝功能衰竭等可望通过肝细胞移植来达到一定的治疗目的。微包囊肝细胞移植不仅同样具有肝细胞移植的一肝多用、技术简便、可重复进行、安全等优点，它还避免了肝细胞移植所遇到的免疫排斥的难题，有着较好的临床应用前景。■
参考文献：
[1]Howard RB，Christensen AK，et al.The enzymatic preparation of isolated intact parenchymal cells from rat liver.J Gell Biol，1967，35：675-679.
[2]Berry MN，Friend DS.High-yield preparation of isolated rat liver parenchymal cells.J Cell Biol，1969，43：506-510.
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[3]Seglen PO.Preparation of rat liver cells：Effect of calcium on enzymatic dispersion in perfused liver.Exp Cell Res，1972，74：450-457.
[4]Aiken J.Studies in rat liver perfusion for optimal harvest of heptocytes.J Pediatr Surg，1990，25(1)：140-145.
[5]Jorg CG，Jochen B，et al.Comparison of four mass hepatocyte isolation from pig and human livers.Transplantation，1994，57(9)：1318-1324.
[6]Vivek D，Ruth D，et al.Cryopreserved microencapsulated hepatocytes transplantation studies in Gunn rats.Transplantation，1993，55(3)：616-22.
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[7]Lim F，Sun AM.Microencapsulated islets as bioartificial endocrine pancreas.Science，1980，210：908-910.
[8]Anthony MS，Zhuhui C，et al.Microencapsulated hepatocytes as a bioartificial liver.ASAIO Trans，1986，32(1)：39-44.
[9]Howard WTM，Steven OS，et al.Microencapsulated hepatocytes prospects for extracorporeal liver support.ASAIO Trans，1991，37(3)：M328-30.
[10]Howard WTM，Sharmistha B，et al.Performance of plasma-perfused，microencapsulated hepatocytes：Prospects for extracorporeal liver support.J Pediatr Surg，1993，28：1423-1427.
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[11]Srikanth S，Travis P，et al.Rapid hepatocyte spheroid formation：Optimization and long term function in perfused microcapsules.ASAIO J，1997，43(5)：848-852.
[12]Howard WM，Steven OS，et al.Comples coacervate microcapsules for mammalian cell culture and artificial organ development.Biotechnol Prog，1993，9：510-513.
[13]Vivek D，Ruth D，et al.Restoration of liver functioon in Gunn rats without immunosuppression using transplanted microencapsulated hepatocytes. Hepatology， 1990，12(6)：1342-1349.
, 百拇医药
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[15]Cai ZH，Shi ZQ，et al.Microencapsulated hepatocytes for bioarti-ficial liver support.Artif Organs，1988，12(5)：388-393.
[16]Wong H，Chang TM.The viability and regeneration of artificial cell microencapsulated rat hepatocyte xenograft transplants in mice.Biomated Artif Cells Artif Organs，1988，16(4)：731-739.
[17]Bruni S，Chang TM.Encapsulated hepatocytes for controlling hyperbilirubinemia in Gunn rats.Int J Artif Organs，1991，14(4)：239-241., http://www.100md.com