2.2.1 大鼠外翻肠囊制备 于实验前1 d，大鼠禁食不禁水，过夜。大鼠经氟烷(halothane)麻醉后，实施剖腹手术，取出小肠，室温下，用生理盐水(0.9% saline)清洗，自小肠远端向十二指肠悬韧带一端，用玻璃棒轻柔地将小肠翻转过来。翻转后的小肠浸入经氧气饱和过的生理盐水中，每次实验用3根7.62 cm的肠囊，本研究中，小肠的回肠和空肠2个部分都用。制备好的肠囊用1 mL的台式液(浆膜液)充满，悬浮于30 mL同一种缓冲液中(黏膜液)，置于培养箱内(95%O₂，5%CO₂)，温度为37 ℃条件下，孵育[2]。

    2.2.2 大鼠外翻肠囊组织病理学检查 将制备好的外翻肠囊在实验前以及外翻后孵育的不同时间点，分别截取部分肠囊样本，用石蜡固定，切片，并用苏木素(haematoxylin)和曙红(eosin)染色，采用普通研究用光学显微镜对肠囊结构的完整性进行检查。每个时间点，重复3只动物。

    2.3 HPLC的方法学考察

    2.3.1 色谱条件 Alltima^TM-C₁₈色谱柱(4.6 mm×250 mm ......